La ingestión de sacarosa induce el tráfico rápido de receptores AMPA (2013)

J Neurosci. Manuscrito del autor; Disponible en PMC Oct 3, 2013.
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Resumen

Los mecanismos por los cuales las recompensas naturales, como el azúcar, afectan la transmisión y el comportamiento sinápticos, son en gran parte inexplorados. Aquí, investigamos la regulación de las sinapsis del núcleo accumbens por la ingesta de sacarosa. Estudios anteriores han demostrado que el tráfico de receptores AMPA es un mecanismo importante para regular la fuerza sináptica, y que in vitroEl tráfico de receptores AMPA que contienen la subunidad GluA1 se realiza mediante un mecanismo de dos pasos que implica el transporte de receptores extrasinápticos y luego sinápticos. Informamos que en ratas, la ingestión diaria repetida de una solución de 25% de sacarosa elevó transitoriamente la locomoción espontánea y las sinapsis del núcleo de accumbens potenciados a través de la incorporación de Ca2+-receptores AMPA permeables (CPAR), que son receptores AMPA que contienen GluA1 y que carecen de GluA2. Los estudios electrofisiológicos, bioquímicos y de microscopía electrónica cuantitativa revelaron que el entrenamiento con sacarosa (7 días) indujo una población de GluA24 intraespinoso estable (> 1 h), y que en estas ratas un único estímulo de sacarosa rápidamente (5 min) pero transitoriamente (<24 h) elevado GluA1 en sitios extrasinápticos. Se requerían CPAR y receptores de dopamina D1 in Vivo para locomoción elevada tras ingesta de sacarosa. Significativamente, un protocolo 7-day de ingesta diaria de una solución 3% de sacarina, un edulcorante no calórico, indujo GluA1 sináptico de manera similar a la ingesta de sacarosa 25%. TEstos hallazgos identifican el tráfico de GluA1 de varios pasos, descrito anteriormente in vitro, como mecanismo de regulación aguda de la transmisión sináptica. in vivo Por una recompensa natural orosensorial. El tráfico es estimulado por una vía quimiosensorial que no depende del valor calórico de la sacarosa.

Introducción

El consumo excesivo de sacarosa es un importante problema de salud pública (Hu y Malik, 2010), pero se desconocen los mecanismos por los cuales las recompensas naturales, orosensoriales, como la sacarosa, regulan la transmisión sináptica para influir en el comportamiento. Plasticidad sináptica en el núcleo accumbens, un componente integral de los circuitos de recompensa cerebral (Sesack y Grace, 2010), contribuye a muchas formas de comportamiento motivado, incluido el aprendizaje de recompensa (Día y Carelli, 2007), respuestas al estrés social (LaPlant et al., 2010), y patologías de la adicción (Luscher y Malenka, 2011). La exposición repetida a la cocaína causa plasticidad sináptica en las neuronas de los accumbens y en el área tegmental ventral (VTA) (Brebner et al., 2005; Grueter et al., 2010; Mameli et al., 2009; Pascoli et al., 2012; Thomas et al., 2001; Ungless et al., 2001). Tras el acceso prolongado a la autoadministración de cocaína seguida de un retiro prolongado, las sinapsis se potencian mediante la incorporación de Ca2+-permeable, receptores de glutamato de tipo AMPA (CPAR) que carecen de GluA2, cuya señalización media la incubación del deseo por la cocaína (Conrad et al., 2008; McCutcheon et al., 2011a). Similar a la cocaína, las recompensas orosensoriales como la sacarosa elevan fuertemente la dopamina accumbens (Smith, 2004), pero la inducción de la recompensa orosensorial de la plasticidad accumbens no ha sido investigada.

Los receptores AMPA (AMPAR) son los mediadores principales de la transmisión excitatoria del sistema nervioso central, y su tráfico contribuye a diversos procesos neuronales, incluidos el aprendizaje y la memoria. (Nedelescu et al., 2010; Rumpel et al., 2005; Whitlock et al., 2006). Los AMPAR están compuestos de cuatro subunidades diferentes, GluA1-4. Los AMPAR que contienen GluA2 son Ca2+-impermeable y constitutivamente el tráfico a las sinapsis, mientras que los receptores que carecen de GluA2 (CPAR), que son predominantemente homómeros de GluA1, conducen Ca2+ y exhibir rectificación interior. GluA1 sufre un tráfico sináptico dependiente de la actividad por una vía de dos pasos en la que la fosforilación de Ser 845 por la proteína quinasa dependiente de AMPc (PKA) y la proteína quinasa II dependiente de GMPc (cGKII) promueve la acumulación de receptores en sitios extrasinápticos en la membrana plasmática (Esteban et al., 2003; Serulle et al., 2007; Sun et al., 2008; Sun et al., 2005). Después de la difusión lateral a la sinapsis, la fosforilación de Ser 818 por PKC estabiliza los AMPAR dentro de la sinapsis (Boehm et al., 2006), anclado a la densidad postsináptica (Ehlers et al., 2007; Oh et al., 2006; Serulle et al., 2007). Como2+La fosforilación de la proteína quinasa II (CaMKII) dependiente de la calmodulina de Ser 567 y Ser 831 también contribuye a la incorporación sináptica y al direccionamiento extrasináptico (Lu et al., 2010; Roche et al., 1996), respectivamente. Sin embargo, no se sabe si in vivo La incorporación de CPARs emplea estos mecanismos rápidos de pasos múltiples descritos in vitro.

Para investigar los mecanismos por los cuales las recompensas orosensoriales como la sucrosa regulan las sinapsis excitadoras de accumbens, hemos empleado un paradigma de ingesta breve de sucrosa y cambios medidos en la transmisión sináptica en las neuronas de accumbens. Observamos que la ingesta repetida de sacarosa potencia las sinapsis de los accumbens mediante la incorporación de CPAR, y que en un animal entrenado con sacarosa, un solo estímulo de sacarosa es suficiente para inducir el rápido tráfico de GluA1 a sitios extrasinápticos. Debido a que la sacarina, un edulcorante no calórico, induce el tráfico sináptico de manera similar a la sacarosa, el tráfico es una respuesta a las vías orosensoriales en lugar de calóricas. Además, el bloqueo de CPAR evitó elevaciones inducidas por la sacarosa de la actividad locomotora espontánea in vivo, identificando aún más los CPAR de Accumbens como reguladores importantes de las respuestas a las recompensas naturales.

Materiales y Métodos

Sujetos y procedimientos quirúrgicos.

Los sujetos eran ratas Sprague-Dawley macho (Taconic; experimentos de comportamiento) que pesaban 150-300 gramos a la llegada y ratas Sprague-Dawley embarazadas E18 hembra (Taconic; experimentos de cultivo celular). Las ratas se alojaron 2 por jaula para experimentos de comportamiento en un ciclo de luz / oscuridad 12h / 12h (luces apagadas en 18: 00) y tenían acceso a comida y agua ad libitum en todo momento. Todos los procedimientos experimentales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Escuela de Medicina de la Universidad de Nueva York y se realizaron de acuerdo con los “Principios del Cuidado de Animales de Laboratorio” (publicación de NIH número 85 – 23).

Entrenamiento de sacarosa y medidas locomotoras.

Las ratas fueron transportadas a la sala de pruebas 3 días consecutivos para 2 h / día en sus jaulas. En el cuarto día, se introdujeron botellas que contenían agua o 25% de sacarosa a través de la tapa de la jaula para 5 min. Luego se pesaron las botellas. Para todos los experimentos, se requirió que las ratas bebieran al menos 1 g de sacarosa durante el acceso mínimo a 5 dentro de los días 3 de comienzo del entrenamiento para ser incluidas en el estudio; de hecho, todas las ratas cumplieron con este criterio. Después de retirar la botella, las ratas permanecieron en la sala de pruebas durante 30 min antes del transporte de regreso a las instalaciones para animales. En el día del sacrificio, las ratas quedaron inconscientes por CO2, decapitado por guillotina, y se recogieron muestras de tejido en hielo. Para experimentos locomotores, las ratas se colocaron en cámaras de medición locomotoras (Accuscan, Columbus, OH) por un total de 35-min. Después de 15-min en la cámara, se introdujo una botella con un tapón de cuentas a través de la parte superior de la cámara y se estabilizó. La botella se retiró de la parte superior de la cámara después de 5-min, y las ratas permanecieron en la cámara durante un 15-min adicional después de retirar la botella. Este procedimiento se repitió de manera idéntica durante 7 días consecutivos. La distancia recorrida se midió utilizando el sistema VersaMax (Accuscan, Columbus, OH), que controlaba la actividad del animal a través de una cuadrícula de rayos de luz infrarroja 16 × 16 que atraviesan la jaula del animal (42 × 42 × 30 cm) de adelante hacia atrás y de izquierda a derecha . La información sobre el estado del haz, escaneada a una velocidad de 100 veces por segundo, se almacenó en el disco. La actividad se expresó como la distancia ambulatoria medida en cm durante 12 diferentes bandejas 3-min en una sesión 35 min (la bandeja final fue 2-min).

Entrenamiento de la sacarina

Para comparar el tráfico inducido por sacarosa de GluA1 con los efectos de la ingesta de sacarina, ratas macho adultas 12 (250 g) se alojaron en la instalación animal en un ciclo de luz / oscuridad de 12 horas. Todas las ratas se habituaron luego a la sala de pruebas al ser transportadas a la sala de pruebas, dejadas durante 2 horas y transportadas de regreso a las instalaciones de los animales. Uno el día 4th (después de 3 días de habituación), las ratas recibieron botellas de acceso que contenían agua, sacarosa o sacarina. A las ratas 4 se les dio acceso a una botella que contenía agua apoyada en la parte superior de la jaula con el pico sobresaliendo dentro de la jaula a través de la tapa. El tiempo de acceso fue de 5 minutos, luego se retiró la botella y, después de 15 min, se transportaron nuevamente ratas a las instalaciones de los animales. A las ratas 4 se les dio acceso a la solución de sacarosa 25% y las ratas 4 se les dio acceso a la solución de sacarina 3% (Sweet'n Low). Se midió el volumen de fluido consumido. Este procedimiento se repitió durante 7 días. En el día 7 de beber, inmediatamente después de retirar la botella, se sacrificaron las ratas y se recogió el núcleo de accumbens y se analizaron los niveles de GluA1 mediante transferencia de Western.

Electrofisiología

Las ratas se entrenaron con sacarosa como se describió anteriormente en jaulas de plástico transparente y, después de retirar el frasco el día 7, se anestesiaron con ketamina (100 mg / kg ip) y xilazina (10 mg / kg ip) y se perfundieron transcardialmente con solución salina fría (experimentos con mEPSC) O decapitados inmediatamente (experimentos de rectificación). Los cerebros se extrajeron rápidamente en líquido cefalorraquídeo (ACSF) consistió en lo siguiente (en mM): para los experimentos de mEPSC: NaCl (118), KCl (2.5), CaCl2 (3), MgCl2 (1), NaHCO3 (26), NaH2PO4 (1), D-glucosa (10), osmolaridad ajustada a 325 mOsm y aireada por 95% O2/ 5% CO2 (pH 7.4); para experimentos de rectificación: 75 sacarosa, 87 NaCl, 2.5 KCl, 1.25 NaH2PO4, 0.5 CaCl2, 7 MgCl2 6 H2O, 25 NaHCO3, Dextrosa 10, burbujeada con 95% O2 / 5% CO2 (pH 7.4). Se cortaron cortes coronales (300μm de grosor) que contenían el núcleo accumbens en ACSF helado usando un vibrotome (Leica, VT1200S) y se mantuvieron sumergidos en ACSF (ACSF, en mM: 124 NaCl, XUMX KCl, 2.5 NaH2PO4, 2.5 CaCl2, 1.5 MgSO4 7H2O, 26 NaHCO3y 10 dextrosa) durante <30 min; luego se mantiene en una preincubadora de rodajas a temperatura ambiente durante al menos 1 hora para permitir la recuperación. Para los experimentos de mEPSC: se transfirió una sola rebanada a una cámara de grabación en la que se mantuvo sumergida por una red de nailon a 32 ° C con un calentador y controlador de solución en línea TC324B (Warner Instruments, CT). La cámara se perfundió continuamente con ACSF a una velocidad constante de 2 ml / min. Se identificaron neuronas espinosas medianas de la región central del núcleo accumbens bajo guía visual utilizando microscopía de video de contraste de interferencia diferencial infrarroja (Hamamatsu C5405) con un microscopio vertical Olympus BX50WI equipado con un objetivo de inmersión en agua de 40x de larga distancia de trabajo. Parches de electrodos (4–6 MΩ) llenos de una solución de pipeta intracelular que consta de (en mM): CsCl (145), HEPES (10), EGTA (0.5) y MgATP (5). La osmolaridad se ajustó a 290 mOsm con sacarosa y el pH se ajustó a 7.4 con CsOH. Las corrientes excitadoras postsinápticas en miniatura (mEPSC) se registraron en presencia de bicucullina (10 μM) y tetrodotoxina (1 μM) utilizando un amplificador Axopatch 200B (Molecular Devices, CA) y digitalizadas por Digidata 1322A (Molecular Devices, CA). Para experimentos de rectificación: los cortes se transfirieron a la cámara de registro y se perfundieron (2.0-2.5 ml min-1) con ACSF oxigenado en 33 – 35 ° C que contiene picrotoxina μN de 50 para aislar las EPSC. Las grabaciones de células enteras somáticas se realizaron a partir de neuronas espinosas medianas de la región del núcleo en una pinza de voltaje con un amplificador Multiclamp 700B (Molecular Devices) usando video-microscopía IR-DIC. Las pipetas de parche (4 – 6 MΩ) se llenaron con solución intracelular (en mM: 125 Cs-gluconato, 2 CsCl, 5 TEA-Cl, 4 Mg-ATP, 0.3 GTP, 10 phosphoyreatine, 10 HEPES, XXXXXX) -0.5). Los datos se filtraron a 3.5 kHz, se digitalizaron a 314 kHz y se analizaron con Clampfit 2 (Molecular Devices). La estimulación extracelular (10 – 10 ms, 0.01 – 1 μA, 5 Hz) se aplicó con un pequeño electrodo bipolar de vidrio 150 – 0.2 mm desde el electrodo de registro. Después de ~ 0.05 min de registro de referencia, se perfundió una solución que contenía Naspm (0.5 μM) en el baño para 10 min. Los cambios en la amplitud de EPSC se midieron antes y después de la aplicación del fármaco a potenciales de retención de −200, −10, −70, 50, + 30, + 0 y + 20 mV. El índice de rectificación (ir) se calculó corrigiendo cualquier cambio potencial en el potencial de reversión y se calculó a partir de la siguiente ecuación: ir = (I-70 / 70) / (I+40 / 40), donde I-70 y I+40 son las amplitudes EPSC registradas en −70 mV y + 40 mV, respectivamente.

Fraccionamiento subcelular y Western blotting

Accumbens se recogieron en hielo como se describe anteriormente. Cuando el núcleo y la cubierta se diseccionaron por separado, la separación se confirmó mediante sondeo de fracciones de sinaptosomas para la β-hidroxilasa de dopamina, una enzima que se encuentra en los terminales de los axones de la cubierta pero no en el núcleo (Sesack y Grace, 2010). Las fracciones de células completas, sinaptosomas y PSD se prepararon como se describió anteriormente (Jordan et al., 2004). Los sedimentos sinaptosómicos se resuspendieron en 200 μl 25 mM Tris con 1% Triton X-100, se balancearon a 4 ° C durante 30-min y se centrifugaron a 13,800 xg para 15-min en un microcentrífugo para pellet PSD. El sedimento que contenía PSD crudos se resuspendió en 25 mM Tris con 2% SDS. Las fracciones se analizaron mediante transferencia de Western en geles de SDS-PAGE como se describió anteriormente (Jordan et al., 2004). Se utilizaron los siguientes anticuerpos: dopamina β-hidroxilasa (1: 1,000, Abcam), GluA1 (1: 1,000, Millipore), phosphor-Ser 845 GluA1 (XXUM) (1: 1,000, Sigma).

Microscopio de electrones

El día de la extracción del tejido (día 7 del entrenamiento con sacarosa), las ratas de los grupos de prueba de 3 (agua, sacarosa / agua, sacarosa; ratas de 3 / grupo de prueba) se colocaron en cámaras de medición del aparato locomotor para 15-min; en 15-min se introdujo una botella a través de la parte superior de la cámara. Las ratas en el grupo de agua recibieron agua, las ratas en el grupo de ucrosa recibieron 25% de sacarosa, las ratas en el grupo de sacarosa / agua, que habían consumido 25% de sacarosa durante 6 días, recibieron agua. Las ratas se anestesiaron profundamente con Nembutal (50 mg / kg ip) y se perfundieron transcardialmente con tampón de fosfato 0.1 M (pH 7.4) que contenía 4% paraformaldehído y 0.1% glutaraldehído a una tasa de 50 ml / min durante el primer 3-min, luego a una tasa de 20 ml / min para el siguiente 7-min. El tejido se preparó para el etiquetado de inmunoglobulina (PEG) postembed y las imágenes se capturaron como se describió anteriormente (Nedelescu et al., 2010). Immunolabels se clasificaron de acuerdo con su posición relativa a la PSD en uniones sinápticas asimétricas como "hendidura", "cerca de PSD" (dentro del ancho de PSD de la PSD 1), "en PSD", "intraspinosa" o "membrana extrasináptica". En cada animal, las sinapsis 93 fueron muestras del núcleo de los accumbens. El muestreo aleatorio se aseguró mediante el análisis de todas las primeras sinapsis encontradas al azar de 93 a medida que avanzábamos sistemáticamente a través de la cuadrícula, luego se agrupó el mismo número de sinapsis de cada uno de los tres animales que recibieron tratamientos ante mortem idénticos. Se realizaron dos tipos de cuantificación. Uno fue evaluar el nivel de inmunorreactividad de GluR1, contando el número de partículas de PEG que se produjeron en dominios funcionales discretos de la columna vertebral. El otro fue evaluar la proporción de sinapsis marcadas en la PSD por cualquier número de partículas de PEG. Incluso las sinapsis marcadas solo con partículas de 1 PEG se consideraron marcadas, según un trabajo anterior que demuestra la especificidad del procedimiento GluR1-PEG (Nedelescu et al., 2010). Los efectos del tratamiento sobre la proporción y el nivel de GluR1-immunolabeling se analizaron mediante ANOVA de una vía con comparaciones planificadas post hoc (Fisher's LSD). Para eliminar el sesgo experimental, los datos fueron triple ciego: un experimentador realizó el entrenamiento con sacarosa y mantuvo registros de los animales en los tres grupos de prueba, un segundo experimentador creó las micrografías electrónicas y asignó un nuevo código alfanumérico a cada micrografía y mantuvo el código sellado y tres experimentadores adicionales escanearon las micrografías y cuantificaron las partículas de PEG. Una vez que se completó la cuantificación de PEG, los experimentadores se reunieron para revelar las identidades de cada micrografía.

Implantación de cánulas e intracraneales.

La inyección intracraneal se empleó para administrar Naspm y APV al núcleo de accumbens. Para la implantación de cánulas, como se describió anteriormente (Carr et al., 2010), las ratas se anestesiaron profundamente con ketamina (100 mg / kg ip) y xilazina (10 mg / kg ip) y se inyectaron postoperatoriamente con la benamina analgésica (1 mg / kg subcutánea). Las ratas se implantaron estereotáxicamente con dos cánulas de guía de calibre 26 (PlasticsOne, Roanoke, VA) bilateralmente en el núcleo de Accumbens con coordenadas: 1.6 mm anterior a bregma; 2.9 mm lateral a la sutura sagital, puntas en ángulo 8 ° hacia la línea media, 5.6 mm ventral a la superficie del cráneo. Las cánulas se mantuvieron en su lugar con acrílico dental y la permeabilidad se mantuvo con un estilete de oclusión. Para las inyecciones intracraneales, las soluciones Naspm y APV se cargaron en dos tramos de 30 cm de tubo de PE-50 unidos en un extremo a jeringas Hamilton de 25-μl llenas de agua destilada y en el otro extremo a una cánula de inyección de calibre 31, que extendió 2.0 mm más allá de las guías implantadas. Las jeringas se montaron en los soportes gemelos de una bomba de jeringa de microlitro Harvard 2272 que suministró los volúmenes de inyección de 0.5 μl durante un período de 100 seg. Un minuto después de la finalización de las inyecciones, se retiraron las cánulas de los inyectores de las guías, se reemplazaron los estiletes y se colocaron los animales en cámaras de pruebas locomotoras para el entrenamiento con sacarosa. Tras el sacrificio de los animales, se analizaron las secciones del cerebro criogénico para la localización de la cánula; 2 de los animales 15 se excluyeron del estudio debido a la colocación incorrecta de la cánula.

análisis estadístico

ANOVA de una vía seguido de las pruebas post hoc de Fisher se usó para microscopía electrónica, inmunocitoquímica y experimentos de biotinilación. Se utilizaron pruebas t de Student de dos colas para electrofisiología. Para los experimentos de hiperactividad con sacarosa, se usó ANOVA de dos vías, seguido de las pruebas post hoc de Fisher.

RESULTADOS

Caracterización de un paradigma de ingestión de sacarosa.

Empleamos un paradigma de ingestión de sacarosa para investigar los efectos de una recompensa natural, orosensorial, en la transmisión sináptica (Figura 1A). Ratas macho adultas fueron transportadas a una sala de pruebas en tres días consecutivos. En el cuarto día (primer día de entrenamiento), las ratas se colocaron en una cámara de medición del aparato locomotor. Después de 15 minutos de medición de la actividad locomotora en la cámara, se introdujeron botellas que contenían agua (para animales de agua) o 25% de solución de sacarosa (para animales de sacarosa) en las cámaras de medición a través de orificios en la tapa de la cámara. Las botellas se retiraron después de 5 minutos y la actividad locomotora se midió durante 15 minutos adicionales antes de que los animales regresaran a las jaulas de origen. Repetimos este procedimiento para 7 días consecutivos. En algunos experimentos, el entrenamiento con sacarosa se extendió a un 8.th día. Este acceso breve y no contingente a una solución altamente sabrosa nos permitió investigar los efectos agudos y acumulativos de la ingesta de sacarosa, ya que los animales se embebieron vigorosamente de sacarosa durante la ventana de acceso dentro de los tres días de entrenamiento (Figura 1B). Estas condiciones experimentales permitieron la comparación de los grupos de prueba inmediatamente después del cese de la ingestión. Nuestro criterio para la inclusión en el estudio fue que las ratas comienzan a consumir al menos un gramo de sacarosa durante el período de acceso dentro de los tres días posteriores al inicio del entrenamiento; Ningún animal fue excluido del estudio en base a este criterio.

Figura 1 y XNUMX  

La ingesta repetida de sacarosa provoca elevaciones transitorias de la locomoción espontánea.

Observamos que dentro de los tres días de entrenamiento, los animales de sacarosa consumieron significativamente más solución de sacarosa que los animales de agua consumieron agua (Figura 1B). Además, aunque no se observaron diferencias significativas en la locomoción espontánea en los días de entrenamiento 1-6 (datos no mostrados), se observó una elevación significativa de la distancia total recorrida en animales con sacarosa en comparación con los animales con agua en los tres minutos posteriores a la eliminación de la botella el día 7 (Figura 1D), y esta diferencia también estuvo presente en el día 8 (Figura 1E). No se observaron diferencias en la distancia total recorrida entre los animales con agua y sacarosa en los tres minutos previos a la introducción de la botella en cualquiera de los días de prueba (Figura 1C), sugiriendo que la locomoción elevada fue una respuesta aguda a la ingesta de sacarosa específica para la rata entrenada con sacarosa, en lugar de una respuesta condicionada a la cámara locomotora. De acuerdo con esta posibilidad, hubo una correlación positiva significativa entre la cantidad de sacarosa consumida y la distancia total recorrida (Figura 1F). No hubo diferencia en el peso de los animales entre los grupos de sacarosa y agua antes o después de los días de entrenamiento de 7 (datos no mostrados).

La ingestión de sacarosa induce la incorporación de CPAR

El entrenamiento con sacarosa condujo a una elevación transitoria de la locomoción en el último día de entrenamiento. Para determinar si esta consecuencia de la ingesta de sacarosa fue acompañada por cambios electrofisiológicos en el núcleo accumbens, una región que regula el comportamiento de recompensa, preparamos cortes del núcleo accumbens inmediatamente después de la extracción de la botella en el día 7 y se registraron en las neuronas del núcleo de accumbens (Figura 2A). La subregión central ha sido implicada en las respuestas locomotoras a estímulos gratificantes (Sesack y Grace, 2010). Encontramos que tanto la amplitud como la frecuencia de las corrientes postsinápticas excitadoras en miniatura espontáneas (mEPSCs) fueron significativamente mayores en el núcleo de accumbens de los animales de sacarosa en comparación con los animales de agua (Figura 2B). Esto demostró que el consumo repetido de sacarosa podría regular positivamente la transmisión sináptica en el núcleo del núcleo accumbens. Para determinar si la incorporación de CPAR desempeñó un papel en la potenciación después de la sacarosa, determinamos los índices de rectificación para las neuronas del núcleo accumbens mediante la medición de EPSC en diferentes potenciales de membrana (Figuras 2C, 2D y 2E). Los CPAR se están rectificando hacia el interior en los potenciales despolarizados debido al bloqueo de poliamina endógena. Observamos una rectificación significativa en las grabaciones de las neuronas de los animales de sacarosa, según lo indicado por la no linealidad en la relación I / V, en comparación con los animales de agua (Figura 2E), además de un aumento significativo en el índice de rectificación (Figura 2F).

Figura 2 y XNUMX  

Las sinapsis del núcleo de Accumbens se potencian después de la ingesta repetida de sacarosa.

Para confirmar la elevación de los niveles de CPAR por otro método, registramos a partir de las neuronas del núcleo accumbens después de la inclusión del bloqueador CPAR específico, 1-naftilacetil espermina (Naspm) en el baño. Encontramos que Naspm disminuyó significativamente la amplitud de EPSC en grabaciones de neuronas de sacarosa pero no de animales acuáticos (Figuras 3A – C). Además, después del tratamiento con Naspm, la relación I / V en las neuronas de los animales de sacarosa se volvió lineal, reflejando la inhibición de los CPAR en las sinapsis de los animales de sacarosa, mientras que no se observó ningún efecto significativo en la relación I / V después del tratamiento con Naspm en las neuronas de los animales de agua (Figuras 3D). Estos resultados demuestran que la ingesta repetida de sacarosa induce la incorporación de CPAR en las sinapsis del núcleo de accumbens.

Figura 3 y XNUMX  

La ingesta de sacarosa provoca la incorporación de receptores AMPA permeables a Ca2 +.

La ingesta de sacarosa induce el tráfico de GluA1

Los CPAR son receptores AMPA que carecen de la subunidad del receptor AMPA GluA2. Por lo tanto, la incorporación sináptica de CPAR implica con mayor frecuencia el tráfico sináptico dependiente de la actividad de la subunidad GluA1 (He et al., 2009; Isaac et al., 2007; Liu y Zukin, 2007; Plant et al., 2006). Para confirmar la incorporación sináptica de CPAR después del entrenamiento con sacarosa, investigamos si la ingesta de sacarosa aumentaba la expresión sináptica de GluA1. A las ratas se les dio acceso a la sacarosa como se describió anteriormente durante 7 días consecutivos. En los días 1, 3, 5 y 7, aislamos las fracciones de la célula completa, el sinaptosoma y la densidad postsináptica (PSD) de tres regiones del cerebro: núcleo de accumbens (núcleo), cáscara de accumbens (cáscara) y corteza somatosensorial (corteza). Analizamos la célula completa y las fracciones de PSD mediante transferencia de Western para determinar la expresión de GluA1 y GluA2.

No encontramos cambios en GluA1 o GluA2 en las fracciones de células enteras de lisados ​​accumbens en los días de prueba examinados, lo que sugiere que el consumo repetido de sacarosa no regula los niveles generales de estas proteínas (Figuras 4A – C). Sin embargo, en las fracciones de PSD de accumbens, GluA1 aumentó significativamente en el día 7 en el núcleo pero no en la concha, mientras que GluA2 no cambió significativamente en ninguna de las fracciones (Figuras 4D – 4F y datos no mostrados). No observamos ningún aumento significativo en GluA1 en las fracciones de PSD del núcleo de accumbens en los días de prueba anteriores (Figuras 4D – F) y GluA1 o GluA2 no cambiaron en las fracciones de PSD de la corteza en ninguno de los días de prueba (datos no mostrados). El aumento de GluA1, especialmente en relación con GluA2, en las PSD del núcleo accumbens después de la ingesta repetida de sacarosa está en consonancia con la mayor rectificación observada en las neuronas del núcleo accumbens, como se describe anteriormente.

Figura 4 y XNUMX  

La densidad postsináptica GluA1, pero no GluA2, aumenta en el núcleo del núcleo accumbens después de la ingesta de sacarosa.

Se ha demostrado que el tráfico de GluA1 dependiente de la actividad contribuye a la plasticidad sináptica in vitro y también in vivo (Lu y Roche, 2011). Se ha demostrado un mecanismo rápido de varios pasos para el tráfico de GluA1 in vitro (Serulle et al., 2007; Sun et al., 2008; Sun et al., 2005). Hasta ahora, sin embargo, la contribución de este mecanismo de varios pasos a la acumulación sináptica GluA1 in vivo no ha sido probado Para determinar si el entrenamiento con sacarosa induce el tráfico de GluA1 de forma aguda por el mecanismo de varias etapas, localizamos GluA1 en las sinapsis del núcleo accumbens de los animales entrenados con agua y sucrose mediante microscopía electrónica cuantitativa. El tejido del núcleo de Accumbens se recogió en el séptimo día de entrenamiento con sacarosa de los grupos de prueba de 3 de ratas. Estas fueron ratas que: 1) consumieron agua durante 7 días (Agua), 2) consumieron sacarosa durante 7 días (Sucrosa), y 3) consumieron sacarosa durante 6 días y agua el día 7 (Sucrosa / Agua). Las ratas fueron sacrificadas en el 7.th Día, 5 minutos después del consumo de sacarosa o agua. Por lo tanto, la comparación de dos de los grupos de prueba, sacarosa / agua y animales de sacarosa, entre sí y con los animales de agua reveló la escala de tiempo de los cambios postsinápticos inducidos por el consumo de sacarosa en ratas entrenadas con sacarosa. Medimos GluA1 etiquetado con inmunoglobulina (PEG) en 5 en diferentes compartimentos postsinápticos: citosol de la columna dendrítica (intraspinous), membrana plasmática (membrana) extrasináptica, PSD, cerca de PSD y hendidura sináptica, con los tres compartimentos finales agrupados como 'PSD '(Fig. 5A). Para eliminar el sesgo del experimentador, las identidades del grupo de prueba de micrografía electrónica fueron triple ciego.

Figura 5 y XNUMX  

La microscopía electrónica revela la inducción del tráfico de GluA1 de múltiples pasos mediante la ingestión de sacarosa.

Tanto los animales de sacarosa como de sacarosa / agua exhibieron GluA1 intraspinoso significativamente elevado en relación con los animales de agua (Fig. 5B y 5C). Esto sugiere que el consumo crónico de sacarosa aumenta un grupo intracelular de receptores AMPA que contienen GluA1 adyacentes a sitios sinápticos, receptores que pueden estar fácilmente disponibles para el tráfico sináptico y, lo que es más importante, que este grupo intracelular puede persistir durante 24 horas después del consumo final de sacarosa . Luego exploramos la importante pregunta de si un estímulo agudo de sacarosa puede inducir un rápido tráfico de GluA1. Observamos que la membrana plasmática extrasináptica GluA1 aumentó significativamente en los animales con sacarosa en comparación con los animales con sacarosa / agua y agua (Figuras 5B y 5D). Esta observación indica que una recompensa orosensorial natural proporcionada por un único estímulo de sacarosa puede rápidamente (<5 min) pero transitoriamente (tiempo de desintegración <24 h) elevar la población extrasináptica de receptores AMPA que contienen GluA1, creando una reserva lábil a partir de la cual los receptores puede traficar a la sinapsis.

Significativamente, in vitro los estudios han sugerido que la incorporación sináptica de los receptores AMPA tiene lugar en los pasos de 2. En la primera, la fosforilación de Ser 845 dependiente de glutamato o dopamina eleva los niveles de receptores en los sitios extrasinápticos en la membrana plasmática (Esteban et al., 2003; Serulle et al., 2007; Sun et al., 2008; Sun et al., 2005), mientras que en la segunda, la fosforilación de Ser 818 promueve la incorporación sináptica (Boehm et al., 2006). Nuestra comparación por microscopía electrónica de animales de sacarosa con animales de sacarosa / agua y agua demuestra que el primer paso del tráfico de GluA1 observado in vitro (Makino y Malinow, 2009), el rápido tráfico a la membrana extrasináptica, también tiene lugar in vivo Siguiente provisión de una recompensa orosensorial.

De acuerdo con la electrofisiología y los resultados bioquímicos descritos anteriormente, PEG EM demostró que la ingesta de sacarosa también indujo el segundo paso en el tráfico de GluA1. La entrada del receptor GluA1 a la sinapsis ya que el nivel de inmunorreactividad de GluA1 en la PSD fue significativamente mayor para la sacarosa en comparación con las ratas de agua. y hubo una tendencia hacia el aumento de GluA1 en sacarosa / agua en comparación con las ratas de agua (Figuras 5B y 5E). El aumento en los animales de sacarosa / agua es consistente con la rápida incorporación de GluA1 que decae con una semivida sináptica de ~ 24 hr, o la rápida incorporación de GluA1 y el reemplazo por GapA1 sináptico / 2 durante un período de tiempo similar. El porcentaje de sinapsis que expresan GluA1 en la PSD también fue significativamente mayor en ratas de sacarosa en comparación con ratas de agua (Figura 5F), lo que sugiere que GluA1 traficaba a sinapsis que anteriormente carecían de GluA1. Esto también sugiere que el aumento en la amplitud de mEPSC observado en ratas Sacarosa resulta de un aumento en GluA1 sináptico, y que el aumento en la frecuencia de mEPSC puede resultar del reclutamiento de GluA1 a sinapsis de Accumbens previamente silenciosas, aunque no se puede descartar la potenciación de la liberación de glutamato. También medimos el número de sinapsis en cada uno de los tres grupos de prueba para determinar si la ingestión de sacarosa inducía la sinaptogénesis; no hubo diferencias entre los tres grupos de prueba (datos no mostrados). Concluimos que la ingestión repetida de sacarosa eleva un grupo intraespinoso estable (> 24 horas) de GluA1, y un solo estímulo de sacarosa a una rata entrenada en sacarosa (6 días) es suficiente para elevar rápidamente (5 min) GluA1 en la membrana plasmática extrasináptica, potencialmente extrayendo receptores del estanque intraespinoso. Sugerimos que una parte de estos receptores extrasinápticos se incorpore de manera estable en la PSD, lo que lleva al índice de rectificación observado y los cambios de PSD GluA1, antes de que la reserva extrasináptica vuelva a la línea de base a las 24 h después de la estimulación. Estos resultados revelan que una recompensa natural puede inducir de forma aguda el tráfico rápido de GluA1 en un animal entrenado.

La actividad CPAR es necesaria para la locomoción elevada después de la ingesta de sacarosa

Las neuronas medianas espinosas reciben tanto entradas dopaminérgicas como glutamatérgicas (Calabresi, et al., 1992). Con el fin de evaluar la participación de la señalización de glutamato en la locomoción espontánea elevada que observamos después de la ingesta de sacarosa en ratas entrenadas con sacarosa, implantamos cánulas en el núcleo de ratas accumbens y animales entrenados en cámaras de medición locomotora como se describió anteriormente. El día 8 del entrenamiento con sacarosa, microinyectamos Naspm en el núcleo antes de colocarlo en la cámara de prueba del locomotor. La inyección disminuyó la distancia total recorrida de los animales de sacarosa y eliminó la diferencia entre los animales de sacarosa y agua observados inmediatamente después de retirar la botella (Figura 6A). Para verificar que el estrés causado por el manejo de los animales no hubiera afectado la respuesta de la sacarosa, se inyectó solución salina en el núcleo al día siguiente (día 9 del entrenamiento con sacarosa); de nuevo, se observó una hiperactividad significativa en los animales de sacarosa inmediatamente después de retirar la botella (Figura 6B). Esto demuestra que Naspm había inhibido específicamente la elevación de la locomoción inducida por la sacarosa. La inyección del antagonista de NMDAR, APV, en el núcleo en los días siguientes también eliminó la diferencia entre los animales con sacarosa y agua (Figura 6C), lo que demuestra que los NMDAR también son necesarios para la elevación de la locomoción espontánea después de la ingesta de sacarosa. Para determinar si una respuesta condicionada a la cámara de prueba desempeñó un papel en la inducción de hiperactividad, los animales se colocaron en la cámara durante 35 min sin introducción de botella; no se observaron diferencias en la distancia recorrida entre los animales de sacarosa y agua (Figura 6D). Naspm y APV no afectaron el consumo de sacarosa (Figura 6E), demostrando que los CPAR centrales y los NMDAR no son necesarios para una ingesta vigorosa de sacarosa. Animales en los que no se colocaron cánulas en el núcleo accumbens (2 de los animales 15), según se evaluó después del sacrificio (Figura 6F), no fueron incluidos en el estudio. En conclusión, estos datos juntos demuestran que el consumo de sacarosa por parte de una rata entrenada con sacarosa induce el tráfico sináptico de GluA1 en minutos 5, y que el bloqueo de los mecanismos de señalización que controlan este tráfico previene la elevación de la actividad locomotora espontánea después de la sacarosa.

Figura 6 y XNUMX  

La locomoción espontánea elevada después de la ingesta de sacarosa requiere CPAR y NMDAR.

Pueden preverse dos vías para la señalización de la sacarosa. Una, una vía estrictamente quimiosensorial u orosensorial, se inicia mediante la unión de la sacarosa al receptor de sabor dulce, que corresponde al complejo heteromérico del receptor acoplado a la proteína G, T1R2 / T2R3 (Kitagawa y otros, 2001; Max et al., 2001; Nelson et al., 2001; Sainz et al., 2001). Los nutrientes ricos en calorías también pueden regular la función cerebral mediante vías metabólicas independientes del gusto, aunque los mecanismos no se conocen bien (de Araujo et al., 2008). Para distinguir entre estas dos alternativas para la vía del tráfico de GluA1 inducido por la sacarosa, repetimos el protocolo de entrenamiento con tres grupos de ratas (ratas 4 / grupo) a las que se les dio acceso por minutos a las botellas de 5, agua, solución de sucrosa al 25 , o 3% de sacarina (dulce y baja). Se retiraron las botellas y las ratas permanecieron durante 15 minutos más en la jaula de entrenamiento. El entrenamiento se repitió durante 7 días. Los volúmenes de líquido consumidos por los grupos de prueba de sacarosa y sacarina no fueron significativamente diferentes entre sí y ambos fueron mayores que el consumo por el grupo de agua, consistente con la recompensa de ambas sustancias dulces (Figura 7A). En el día 7 de beber, inmediatamente después de retirar el frasco, se sacrificaron las ratas, se recogió el tejido del núcleo de Accumbens y se agruparon para cada grupo de prueba, se aisló la fracción de PSD y se analizaron los niveles de GluA1 mediante transferencia Western (Figura 7B). Como antes, los animales que consumieron sacarosa mostraron un aumento de GluA1 en la fracción PSD en relación con el grupo de agua (Figura 7C). Significativamente, GluA1 también se elevó en la fracción PSD de los animales que consumieron sacarina. No hubo diferencias significativas en los niveles de GluA1 en las fracciones de células completas del núcleo de accumbens de los animales de agua, sacarosa y sacarina, lo que sugiere que el aumento de GluA1 fue específico a la fracción sináptica (Figura 7D). Debido a que la sacarina estimula el mismo complejo heteromérico de receptor de sabor de la proteína G que la sacarosa (Masuda et al., 2012; Nelson et al., 2001), pero carece de valor calórico, concluimos que la estimulación del receptor de sabor dulce es suficiente para iniciar la señalización que eleva los niveles de GluA1 en las sinapsis del núcleo accumbens del núcleo.

Figura 7 y XNUMX  

El entrenamiento con sacarina induce un aumento en GluA1 sináptico similar al entrenamiento con sacarosa.

Discusión

Hemos demostrado que una recompensa orosensorial, el consumo repetido de sacarosa, puede inducir de forma aguda la incorporación sináptica GluA1 a través de un mecanismo de tráfico de múltiples pasos descrito anteriormente in vitro. El consumo repetido de sacarosa durante los días 6-7 potencian las sinapsis del núcleo de accumbens electrofisiológicamente a través de la inserción de CPAR. Este efecto fue acompañado por la acumulación de GluA1 pero no de GluA2 en la PSD del núcleo, y fue regional y temporalmente específico, ya que no se observaron cambios antes del día de entrenamiento 7 en el núcleo, y no se observó ningún cambio en la cáscara de Accumbens o en corteza somatosensorial. El análisis microscópico de electrones reveló que la ingesta repetida de sacarosa elevaba un nivel relativamente estable (t1/2 > 24 horas) población de receptores intraespinosos que contienen GluA1. La sacarosa también rápidamente (5 min) y transitoriamente (t1/2 <24 horas) niveles elevados de receptores que contienen GluA1 en sitios extrasinápticos en animales entrenados con sacarosa, aumentando la población de AMPAR capaces de difundirse lateralmente en la sinapsis. El GluA1 sináptico, tanto representado por la fracción PSD como detectado por PEG-EM, se incrementó significativamente en la sacarosa en comparación con los animales acuáticos. A partir de estos resultados, proponemos que el mecanismo de dos pasos de exocitosis extrasináptica seguido de tráfico sináptico para la inserción sináptica AMPAR descrito anteriormente in vitro (Boehm et al., 2006; Makino y Malinow, 2009; Oh et al., 2006; Serulle et al., 2007; Sun et al., 2005) se puede iniciar rápidamente in vivo Por una recompensa natural, orosensorial.

Los cambios en los niveles sinápticos de GluA1 solo se observaron después de las sesiones de entrenamiento de 7, lo que sugiere que se requiere un proceso de varios días de duración para la potenciación. En experimentos bioquimicos in vivo, no observamos aumentos significativos en los niveles de PSD GluA1 del núcleo accumbens en los días 1, 3 y 5 del entrenamiento con sacarosa; solo después de 7 los días de entrenamiento con sacarosa fue GluA1 en el PSD significativamente elevado. En los experimentos de microscopía electrónica, observamos que los animales con sacarosa / agua, que habían sido entrenados con sacarosa durante los días 6 pero que no habían recibido un estímulo de sacarosa en las horas 24, exhibían una tendencia hacia un aumento de PSD GluA1. Estos animales también mostraron un aumento de GluA1 intraspinoso en comparación con los animales de agua, pero no se observó ningún cambio en la membrana extrasináptica GluA1. De estos resultados sacamos tres conclusiones. En primer lugar, los receptores AMPA que contienen GluA1 se acumulan de forma intraspinosa con sucesivas estimulaciones de sacarosa. Dado que estudios previos han demostrado que la ingesta de sacarosa induce la liberación de dopamina en los accumbens (Cacciapaglia et al., 2012; McCutcheon y otros, 2012; Rada et al., 2005), y que los D1R pueden conducir la traducción local de GluA1 en dendritas (Smith et al., 2005), la liberación de dopamina después de la ingesta de sacarosa puede desencadenar la síntesis local de GluA1 que conduce a la acumulación intraspinosa de GluA1. Alternativamente, el aumento intraspinoso puede reflejar el tráfico de GluA1 desde sitios distales. Es probable que el tráfico exocitótico de este grupo intraspinoso elevado contribuya al grupo extrasináptico en la membrana plasmática. En segundo lugar, la observación de un aumento en la membrana extrasináptica GluA1 en sacarosa, pero no en animales de sacarosa / agua o agua, sugiere que los receptores extrasinápticos se mueven a través de un segundo paso hacia la sinapsis o se endocitan dentro de la hora 24 después del consumo de sacarosa, lo que hace que Piscina transitoria extrasináptica. En tercer lugar, la elevación de PSD GluA1 en animales de sacarosa en comparación con los animales con agua, pero no con animales de sacarosa / agua también sugiere que, después de cada estímulo de sacarosa, los receptores se mueven lateralmente hacia la sinapsis desde el conjunto de receptores que llegan rápidamente a la membrana plasmática extrasináptica. No podemos descartar que el tráfico de GluA1 se realice directamente desde la agrupación intraspinosa a la sinapsis. Sin embargo, este camino parece poco probable, dado que los estudios que muestran que GluA1 se ha insertado de forma adicional sinápticaBoehm et al., 2006; Makino y Malinow, 2009; Oh et al., 2006; Serulle et al., 2007; Sun et al., 2005). Estos hallazgos representan la primera demostración de que el curso temporal del tráfico de GluA1 (<5 min) y la vía observada in vitro también se observan in vivo. Además, nuestros resultados sugieren que los estímulos gratificantes repetidos modifican la capacidad de potenciación de una sinapsis al elevar el conjunto de receptores intraspinosos que pueden ser objeto de tráfico.

Debido a que la sacarina indujo el tráfico de GluA1 de manera similar a la sacarosa, no se requiere el contenido calórico de la sacarosa. La sacarina estimula el mismo receptor de sabor dulce, T1R2 / T2R3, como la sacarosa (Masuda et al., 2012; Nelson et al., 2001), sLa activación sugerente de este receptor probablemente inicia la incorporación de GluA1 en las sinapsis de MSN. La sacarosa eleva la liberación de dopamina en los accumbens de las neuronas VTA (Cacciapaglia et al., 2012; McCutcheon y otros, 2012; Rada et al., 2005) lLiderando el tráfico de superficie GluA1. Por lo tanto, es probable que la vía que une el receptor de sabor dulce con el VTA sea fundamental para la plasticidad estudiada aquí.

Es probable que el rápido tráfico de GluA1 después de la ingesta de sacarosa juegue un papel en la regulación de la locomoción espontánea. De hecho, en animales entrenados con sacarosa, la inhibición de los CPAR impidió la elevación de la actividad locomotora espontánea inmediatamente después de la ingestión de sacarosa. La distancia total recorrida por las ratas después del consumo de sacarosa medido en días consecutivos se elevó significativamente solo durante el período 3 min inmediatamente después del consumo de sacarosa en el séptimo día de entrenamiento. Se observó un aumento de la actividad inmediatamente después de la sacarosa a partir del día 3 de entrenamiento, pero no se hizo significativamente diferente hasta el día 7. Este curso temporal de la actividad se correlaciona con el curso temporal de la acumulación de GluA1 en las dendritas del núcleo accumbens. El aumento de la locomoción fue una consecuencia funcional del tráfico de CPAR a las sinapsis de MSN en el núcleo de accumbens, ya que la inyección de Naspm en el núcleo inhibió el aumento de la actividad. La prevención de la locomoción elevada por un inhibidor del receptor de NMDA demostró que la señalización del glutamato a través de los receptores de NMDA y CPAR era necesaria para elevar la actividad locomotora. Sin embargo, la ingesta de sacarosa no se vio afectada por el bloqueo de la señalización de glutamato, de acuerdo con estudios anteriores que demuestran que el núcleo de accumbens está involucrado en la orquestación de las respuestas motoras relacionadas con la recompensa orosensorial pero no con el consumo en sí mismo (Smith, 2004). Un curso de tiempo similar para el desarrollo de hiperlocomoción se ha informado para el desarrollo de hiperactividad condicionada en animales alimentados con su comida diaria en un entorno distintivo (Matthews et al., 1996). Sin embargo, si la presente respuesta fuera una hiperactividad condicionada derivada del emparejamiento de contexto y sacarosa, habría precedido el suministro de sacarosa, que no se observó. Es posible que los sujetos muestren una excitación exploratoria. Serían necesarios otros experimentos para distinguir si la locomoción elevada después de la ingesta de sacarosa fue la activación de la exploración en lugar de una forma de sensibilización motora u otro comportamiento. En cualquier caso, la elevación de la locomoción espontánea requirió señalización de glutamato, y resultó, al menos en parte, de la incorporación de CPAR en el núcleo de accumbens.

El aumento de la actividad locomotora después de la ingesta de sacarosa puede resultar directamente de la potenciación observada de las sinapsis del núcleo de accumbens, ya que el aumento de la salida de la vía directa de los ganglios basales promueve la locomoción a través de la desinhibición del tálamo motor (Sesack y Grace, 2010). TEs probable que las sinapsis potenciadas residan en las neuronas centrales de las vías directas de los accumbens, que expresan D1Rs. La potenciación de las sinapsis de las neuronas de la vía directa se produciría si la actividad D1R induce el tráfico de AMPAR que contienen GluA1 a las sinapsis en estas neuronas después de la liberación robusta de dopamina. La potenciación resultante aumentaría la actividad en las proyecciones inhibitorias de las neuronas de la vía directa a los núcleos de salida de los ganglios basales, desinhibiendo el tálamo motor y promoviendo la actividad de la corteza motora (Gerfen y Surmeier, 2011; Kravitz et al., 2010; Sesack y Grace, 2010). La potenciación sináptica observada después de la ingesta repetida de sacarosa probablemente tiene lugar específicamente en las neuronas de la vía directa, ya que la dopamina que actúa a través del receptor D1 puede inducir la fosforilación de GluA1 S845, lo que lleva al tráfico de superficie.

Varios estudios han examinado los efectos de la estimulación repetida con cocaína seguida de abstinencia, un tratamiento que ejerce efectos profundos en la función del sistema de recompensa y que finalmente conduce a la sensibilización a la cocaína, que se caracteriza por una respuesta motora elevada a la cocaína, el deseo por las drogas y la recaída. (Kalivas et al., 1998). La inyección repetida de IP con cocaína durante los días 5-10 seguidos de la retirada dio lugar a un aumento gradual durante los días 14 en los receptores de AMPA que contienen GluA2 de superficie (Boudreau y otros, 2007; Kourrich et al., 2007). Sin embargo, en los días de retiro de 45 después de 10 d de autoadministración, se observó un gran aumento en el índice de rectificación en los MSN de rata (McCutcheon et al., 2011b) lo que indica un aumento en los CPARs. Por lo tanto, se ha observado el tráfico de CPAR luego de la ingesta de sacarosa, en el trabajo actual, y la autoadministración de cocaína, aunque bajo condiciones de tratamiento muy diferentes. Debido a que no se conocen las consecuencias inmediatas de la autoadministración o inyección de cocaína (p. Ej., A los minutos de 5), la acción de la cocaína no se puede comparar directamente con el trabajo actual de sacarosa. Del mismo modo, no se sabe si los CPAR persisten en las sinapsis de MSN de los animales entrenados con sacarosa después del cese del entrenamiento con sacarosa o si dichos animales muestran una sensibilización a la sacarosa después de una retirada prolongada.

Comprender cómo los estímulos gratificantes regulan la plasticidad y el comportamiento de los accumbens son fundamentales para abordar la adicción, la hiperfagia, el juego patológico y otros trastornos del comportamiento (Basar et al., 2010; Berridge, 2009; Luscher y Malenka, 2011). El consumo excesivo de azúcar contribuye a la epidemia de obesidad (Hu y Malik, 2010), y aunque potencialmente similar al abuso de drogas (Avena et al., 2008), su mecanismo no ha sido ampliamente explorado. Los hallazgos actuales establecen elementos básicos de la plasticidad inducida por la recompensa, a partir de los cuales estudios futuros pueden abordar la regulación de la conducta compleja, proporcionando potencialmente nuevas vías para enfrentar las patologías relacionadas con la recompensa.

AGRADECIMIENTOS

Agradecemos a los miembros del Laboratorio Ziff, pasados ​​y presentes, por la asistencia técnica y las útiles discusiones, incluidos H. Girma, L. Lee y los Dres. B. Fernholz, B. Jordan, W. Lu, G. Rameau, S. Restituito e Y. Serulle. Este trabajo fue apoyado por la Beca Predoctoral del Instituto Nacional de Salud Mental F31MH76617-01 y la Beca de Capacitación de los NIH 5T32DC000063 al Programa de Capacitación en Neurociencias (DST) de la Universidad de Nueva York, R01NS061920 del Instituto Nacional de Trastornos Neurológicos y Accidentes Cerebrovasculares (EBZ), 1R21MH091445- 01 del Instituto Nacional de Salud Mental y la Oficina de Investigación sobre la Salud de la Mujer, el Programa de Becas de la Fundación Familiar Klarman en Investigación de Trastornos de la Alimentación, el Fondo de Desafío de Investigación de la NYU y P30EY13079 (CA), la subvención DA003956 del Instituto Nacional sobre el Abuso de Drogas y un Premio de Investigador Independiente de NARSAD (KDC), el Instituto Nacional sobre la Sordera y otros Trastornos de las Comunicaciones otorga DC009635 a RCF, y por una subvención inicial en el Centro de Excelencia en Adicciones del Centro Médico Langone de la Universidad de Nueva York.

Notas a pie de página

Conflicto de intereses: los autores declaran no tener intereses financieros en competencia.

Referencias

  1. Avena NM, Rada P, Hoebel BG. Evidencia de la adicción al azúcar: efectos neuroquímicos y de comportamiento de la ingesta intermitente y excesiva de azúcar. Neurosci Biobehav Rev. 2008; 32: 20 – 39. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  2. Basar K, Sesia T, Groenewegen H, Steinbusch HW, Visser-Vandewalle V, Temel Y. Núcleo accumbens e impulsividad. Prog Neurobiol. 2010; 92: 533 – 557. ElPubMed]
  3. Berridge KC. Recompensas por "gustar" y "querer" alimentos: sustratos del cerebro y roles en los trastornos alimentarios. Fisiología y comportamiento. 2009; 97: 537–550. [Artículo gratuito de PMC] [PubMed]
  4. Boehm J, Kang MG, Johnson RC, Esteban J, Huganir RL, Malinow R. La incorporación sináptica de los receptores AMPA durante la LTP se controla mediante un sitio de fosforilación de PKC en GluR1. Neurona. 2006; 51: 213 – 225. ElPubMed]
  5. Boudreau AC, Reimers JM, Milovanovic M, Wolf ME. Los receptores AMPA de la superficie celular en el núcleo accumbens de la rata aumentan durante la retirada de la cocaína, pero se internalizan después de la exposición a la cocaína en asociación con la activación alterada de las proteínas quinasas activadas por mitógenos. J Neurosci. 2007; 27: 10621 – 10635. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  6. Brebner K, Wong TP, Liu L, Liu Y, Campsall P, Gris S, Phelps L, Phillips AG, Wang YT. Nucleus accumbens depresión a largo plazo y la expresión de sensibilización del comportamiento. Ciencia. 2005; 310: 1340 – 1343. ElPubMed]
  7. Cacciapaglia F, Saddoris MP, Wightman RM, Carelli RM. La dinámica de liberación de dopamina diferencial en el núcleo del núcleo accumbens y la cáscara rastrean distintos aspectos del comportamiento dirigido a la meta para la sacarosa. Neurofarmacología 2012 [Artículo gratuito de PMC] [PubMed]
  8. Calabresi P, Maj R, Pisani A, Mercuri NB, Bernardi G. Depresión sináptica a largo plazo en el estriado: caracterización fisiológica y farmacológica. J Neurosci. 1992; 12: 4224 – 4233. ElPubMed]
  9. Carr KD, Chau LS, Cabeza de Vaca S, Gustafson K, Stouffer M, Tukey DS, Restituito S, Ziff EB. Subunidad del receptor de AMPA GluR1 aguas abajo de la estimulación del receptor de dopamina D-1 en el núcleo de la cáscara accumbens media la mayor recompensa del fármaco en ratas con restricción de alimentos. Neurociencia 2010; 165: 1074 – 1086. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  10. Conrad KL, Tseng KY, Uejima JL, Reimers JM, Heng LJ, Shaham Y, Marinelli M, Wolf ME. Formación de accumbens Los receptores de AMPA que carecen de GluR2 median la incubación del deseo de cocaína. Naturaleza. 2008; 454: 118 – 121. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  11. Día JJ, Carelli RM. El núcleo accumbens y el aprendizaje pavloviano recompensa. Neurocientífico 2007; 13: 148 – 159. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  12. de Araujo IE, Oliveira-Maia AJ, Sotnikova TD, Gainetdinov RR, Caron MG, Nicolelis MA, Simon SA. Recompensa de alimentos en ausencia de señalización del receptor del gusto. Neurona. 2008; 57: 930 – 941. ElPubMed]
  13. Ehlers MD, Heine M, Groc L, Lee MC, Choquet D. Captura difusional de los receptores AMPA GluR1 por actividad sináptica específica de entrada. Neurona. 2007; 54: 447 – 460. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  14. Esteban JA, Shi SH, Wilson C, Nuriya M, Huganir RL, Malinow R. La fosforilación de PKA de las subunidades del receptor AMPA controla el tráfico sináptico de la plasticidad subyacente. Nat Neurosci. 2003; 6: 136 – 143. ElPubMed]
  15. Gerfen CR, Surmeier DJ. Modulación de los sistemas de proyección estriatal por dopamina. Revisión anual de la neurociencia. 2011; 34: 441 – 466. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  16. Grueter BA, Brasnjo G, Malenka RC. El TRPV1 postsináptico desencadena una depresión a largo plazo específica del tipo de célula en el núcleo accumbens. La neurociencia de la naturaleza. 2010; 13: 1519 – 1525. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  17. He K, Song L, Cummings LW, Goldman J, Huganir RL, Lee HK. Estabilización de los receptores de AMPA permeables a Ca2 + en los sitios perisinápticos por fosforilación de GluR1-S845. Proc Natl Acad Sci US A. 2009; 106: 20033 – 20038. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  18. Hu FB, Malik VS. Bebidas azucaradas y riesgo de obesidad y diabetes tipo 2: evidencia epidemiológica. Fisiología y comportamiento. 2010; 100: 47–54. [Artículo gratuito de PMC] [PubMed]
  19. Isaac JT, Ashby MC, McBain CJ. El papel de la subunidad GluR2 en la función del receptor de AMPA y la plasticidad sináptica. Neurona. 2007; 54: 859 – 871. ElPubMed]
  20. Jordan BA, Fernholz BD, Boussac M, Xu C, Grigorean G, Ziff EB, Neubert TA. Identificación y verificación de nuevas proteínas de densidad postsináptica de roedores. Proteómica De Células Mol. 2004; 3: 857 – 871. ElPubMed]
  21. Kalivas PW, Pierce RC, Cornish J, Sorg BA. Un papel para la sensibilización en el deseo y la recaída en la adicción a la cocaína. J Pharmacol. 1998; 12: 49 – 53. ElPubMed]
  22. Kitagawa M, Kusakabe Y, Miura H, Ninomiya Y, Hino A. Identificación genética molecular de un gen receptor candidato para el sabor dulce. Comunicaciones de investigación bioquímica y biofísica. 2001; 283: 236 – 242. ElPubMed]
  23. Kourrich S, Rothwell PE, Klug JR, Thomas MJ. La experiencia de la cocaína controla la plasticidad sináptica bidireccional en el núcleo accumbens. J Neurosci. 2007; 27: 7921 – 7928. ElPubMed]
  24. Kravitz AV, Freeze BS, Parker PR, Kay K, Thwin MT, Deisseroth K, Kreitzer AC. Regulación de los comportamientos motores parkinsonianos mediante el control optogenético de los circuitos de los ganglios basales. Naturaleza. 2010; 466: 622 – 626. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  25. LaPlant Q, Vialou V, Covington HE, 3rd, Dumitriu D, Feng J, Warren BL, Maze I, Dietz DM, Watts EL, Iniguez SD, et al. Dnmt3a regula el comportamiento emocional y la plasticidad de la columna vertebral en el núcleo accumbens. Nat Neurosci. 2010; 13: 1137 – 1143. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  26. Liu SJ, Zukin RS. Ca2 + receptores de AMPA permeables en plasticidad sináptica y muerte neuronal. Tendencias en las neurociencias. 2007; 30: 126 – 134. ElPubMed]
  27. Lu W, Isozaki K, Roche KW, Nicoll RA. La orientación sináptica de los receptores AMPA está regulada por un sitio CaMKII en el primer bucle intracelular de GluA1. Proc Natl Acad Sci US A. 2010; 107: 22266 – 22271. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  28. Lu W, Roche KW. Regulación postraduccional del tráfico y función del receptor AMPA. Opinión actual en neurobiología 2011 [Artículo gratuito de PMC] [PubMed]
  29. Luscher C, Malenka RC. Plasticidad sináptica evocada por fármacos en la adicción: desde cambios moleculares hasta remodelación de circuitos. Neurona. 2011; 69: 650 – 663. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  30. Makino H, Malinow R. Incorporación del receptor AMPA en las sinapsis durante la LTP: el papel del movimiento lateral y la exocitosis. Neurona. 2009; 64: 381 – 390. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  31. Mameli M, Halbout B, Creton C, Engblom D, Parkitna JR, Spanagel R, Luscher C. Plasticidad sináptica evocada de cocaína: la persistencia en el VTA desencadena adaptaciones en el NAc. Nat Neurosci. 2009; 12: 1036 – 1041. ElPubMed]
  32. Masuda K, Koizumi A, Nakajima K, Tanaka T, Abe K, Misaka T, Ishiguro M. Caracterización de los modos de unión entre el receptor del sabor dulce humano y los compuestos dulces de bajo peso molecular. Más uno. 2012; 7: e35380. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  33. Matthews K, Wilkinson LS, Robbins TW. La separación materna repetida de las ratas de pre-atenuación atenúa las respuestas de comportamiento a los incentivos primarios y condicionados en la edad adulta. Physiol Behav. 1996; 59: 99 – 107. ElPubMed]
  34. Max M, Shanker YG, Huang L, Rong M, Liu Z, Campagne F, Weinstein H, Damak S, Margolskee RF. Tas1r3, que codifica un nuevo receptor de sabor candidato, es alélico al lugar de sensibilidad dulce Sac. Genética de la naturaleza. 2001; 28: 58 – 63. ElPubMed]
  35. McCutcheon JE, Beeler JA, Roitman MF. Las señales predictivas de sacarosa evocan una mayor liberación fásica de dopamina que las señales predictivas de sacarina. Sinapsis 2012; 66: 346 – 351. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  36. McCutcheon JE, Wang X, Tseng KY, Wolf ME, Marinelli M. Los receptores AMPA permeables al calcio están presentes en las sinapsis del núcleo accumbens después de un retiro prolongado de la autoadministración de la cocaína pero no de la cocaína administrada por el experimentador. El Diario de la neurociencia: el diario oficial de la Sociedad de Neurociencia. 2011a; 31: 5737 – 5743. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  37. McCutcheon JE, Loweth JA, Ford KA, Marinelli M, Wolf ME, Tseng KY. La activación de mGluR del grupo I revierte la acumulación inducida por la cocaína de receptores AMPA permeables al calcio en el núcleo de las sinapsis accumbens a través de un mecanismo dependiente de proteína quinasa C. J Neurosci. 2011b; 31: 14536 – 14541. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  38. Nedelescu H, Kelso CM, Lázaro-Muñoz G, Púrpura M, Caín CK, Ledoux JE, Aoki C. Los receptores AMPA endógenos con GluR1 se desplazan a sinapsis asimétricas en la amígdala lateral durante la fase temprana de la formación de la memoria del miedo: un microscopio electrónico inmunocitoquímico estudiar. La revista de neurología comparativa. 2010; 518: 4723 – 4739. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  39. Nelson G, Hoon MA, Chandrashekar J, Zhang Y, Ryba NJ, Zuker CS. Recetas de sabor dulce a mamíferos. Célula. 2001; 106: 381 – 390. ElPubMed]
  40. Oh MC, Derkach VA, Guire ES, Soderling TR. El tráfico de membrana extraináptica regulado por GluR1 serina 845 fosforilación ceba los receptores AMPA para la potenciación a largo plazo. J Biol Chem. 2006; 281: 752 – 758. ElPubMed]
  41. Pascoli V, Turiault M, Luscher C. La reversión de la potenciación sináptica provocada por la cocaína restablece el comportamiento adaptativo inducido por las drogas. Naturaleza. 2012; 481: 71 – 75. ElPubMed]
  42. Planta K, Pelkey ​​KA, Bortolotto ZA, Morita D, Terashima A, McBain CJ, Collingridge GL, Isaac JT. Incorporación transitoria de receptores AMPA que carecen de GluR2 nativo durante la potenciación a largo plazo del hipocampo. Nat Neurosci. 2006; 9: 602 – 604. ElPubMed]
  43. Rada P, Avena NM, Hoebel BG. Los atracones diarios de azúcar liberan repetidamente dopamina en la cáscara de los accumbens. Neurociencia 2005; 134: 737 – 744. ElPubMed]
  44. Roche KW, O'Brien RJ, Mammen AL, Bernhardt J, Huganir RL. Caracterización de múltiples sitios de fosforilación en la subunidad GluR1 del receptor AMPA. Neurona. 1996; 16: 1179 – 1188. ElPubMed]
  45. Rumpel S, LeDoux J, Zador A, Malinow R. Tráfico de receptores postsinápticos subyacente a una forma de aprendizaje asociativo. Ciencia. 2005; 308: 83 – 88. ElPubMed]
  46. Sainz E, Korley JN, Battey JF, Sullivan SL. Identificación de un miembro novedoso de la familia T1R de receptores de sabor putativos. Revista de neuroquímica. 2001; 77: 896 – 903. ElPubMed]
  47. Serulle Y, Zhang S, Ninan I, Puzzo D, McCarthy M, Khatri L, Arancio O, Ziff EB. Una interacción GluR1-cGKII regula el tráfico de receptores AMPA. Neurona. 2007; 56: 670 – 688. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  48. Sesack SR, Gracia AA. Red de recompensa cortico-basal de ganglios: microcircuitos. Neuropsicofarmacología: publicación oficial del Colegio Americano de Neuropsicofarmacología. 2010; 35: 27 – 47. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  49. Smith GP. La dopamina Accumbens media el efecto gratificante de la estimulación orosensorial por la sacarosa. Apetito. 2004; 43: 11 – 13. ElPubMed]
  50. Smith WB, Starck SR, Roberts RW, Schuman EM. La estimulación dopaminérgica de la síntesis de proteínas locales mejora la expresión superficial de GluR1 y la transmisión sináptica en las neuronas del hipocampo. Neurona. 2005; 45: 765 – 779. ElPubMed]
  51. Sol X, Milovanovic M, Zhao Y, Wolf ME. La estimulación aguda y crónica del receptor de dopamina modula el tráfico de receptores AMPA en las neuronas del núcleo accumbens cultivadas con neuronas de la corteza prefrontal. El Diario de la neurociencia: el diario oficial de la Sociedad de Neurociencia. 2008; 28: 4216 – 4230. ElArtículo gratuito de PMC] [PubMed]
  52. Sol X, Zhao Y, Lobo ME. La estimulación del receptor de dopamina modula la inserción sináptica del receptor AMPA en las neuronas del córtex prefrontal. J Neurosci. 2005; 25: 7342 – 7351. ElPubMed]
  53. Thomas MJ, Beurrier C, Bonci A, Malenka RC. Depresión a largo plazo en el núcleo accumbens: un correlato neural de la sensibilización del comportamiento a la cocaína. Nat Neurosci. 2001; 4: 1217 – 1223. ElPubMed]
  54. Ungless MA, Whistler JL, Malenka RC, Bonci A. La exposición individual a la cocaína in vivo induce la potenciación a largo plazo en las neuronas de dopamina. Naturaleza. 2001; 411: 583 – 587. ElPubMed]
  55. Whitlock JR, Heynen AJ, Shuler MG, Bear MF. El aprendizaje induce la potenciación a largo plazo en el hipocampo. Ciencia. 2006; 313: 1093 – 1097. ElPubMed]