Natural and Drug Rewards Act sur les mécanismes de plasticité neuronale courants avec ΔFosB comme médiateur clé (2013)

Animaux.

Des rats mâles adultes (225 – 250 g à leur arrivée) et femelles (210 – 220 g) Sprague-Dawley (Charles River Laboratories) ont été hébergés dans des cages en plexiglas dans des couples du même sexe tout au long des expériences, sous régulation de la température et de l'humidité et sur un hangar 12 / 12. cycle lumière / obscurité avec de la nourriture et de l’eau disponibles gratuitement. Les partenaires féminins des séances d’accouplement ont été ovariectomisés et ont reçu des implants sous-cutanés contenant 5% benzoate d’œstradiol (Sigma-Aldrich) et des injections de 500, ≥g de progestérone (dans 0.1 ml d’huile de sésame; Sigma-Aldrich) 4 h avant le test. Toutes les procédures ont été approuvées par les comités de protection des animaux et d’utilisation des animaux de l’Université Western Ontario et de l’Université du Michigan et conformes aux directives du Conseil canadien de protection des animaux et des Instituts nationaux de la santé concernant la recherche d’animaux vertébrés.

Comportement sexuel.

Les accouplements se déroulaient en début de phase obscure (entre 2 et 6 heures après le début de la période d'obscurité), sous une faible lumière rouge, dans des cages de test propres (60 × 45 × 50 cm). Les rats mâles s'accouplaient jusqu'à éjaculation lors de 4 ou 5 séances d'accouplement quotidiennes. Le choix de cinq séances se justifie par nos résultats antérieurs, qui montrent que ce protocole induit une facilitation à long terme du comportement sexuel ( Pitchers et al., 2010b ), une sensibilisation croisée à l'activité locomotrice Amph ( Pitchers et al., 2010a ) et un effet de récompense ( Pitchers et al., 2010a ). L'éjaculation était le point final de chaque séance d'accouplement, car nous avions précédemment démontré son rôle essentiel dans les effets de l'expérience sexuelle sur la sensibilisation locomotrice Amph ( Pitchers et al., 2010a ), effets qui n'étaient pas observés lorsque les animaux s'accouplaient avec des femelles sans éjaculation. Les paramètres du comportement sexuel (latence avant la première monte, l'intromission et l'éjaculation, ainsi que le nombre de montes et d'intromissions) ont été enregistrés comme décrit précédemment ( Pitchers et al., 2010b ). Pour toutes les expériences, les groupes sexuellement expérimentés ont été appariés selon leur comportement sexuel (nombre total d'éjaculations et latence avant l'éjaculation lors de chaque accouplement). Après le cinquième accouplement, les mâles ont été maintenus avec des partenaires du même sexe et n'ont pas été autorisés à s'accoupler pendant des périodes d'abstinence sexuelle de 1, 7 ou 28 jours. Les animaux restés sexuellement naïfs ont été manipulés et logés dans les mêmes pièces que les mâles sexuellement expérimentés. De plus, des animaux témoins naïfs ont été placés dans des cages de test propres pendant une heure, et ce, pendant 5 jours consécutifs, sans accès à une femelle réceptive.

Expression ΔFosB.

Les animaux ont été profondément anesthésiés (pentobarbital sodique ; 390 mg/kg ; voie intrapéritonéale) et perfusés par voie intracardiaque avec 50 ml de sérum physiologique à 0.9 %, puis avec 500 ml de paraformaldéhyde à 4 % (Sigma-Aldrich) dans un tampon phosphate 0.1 M (PB) pour les expériences de mesure du temps et d’antagoniste des récepteurs DR. Les cerveaux ont été prélevés et postfixés pendant 1 h à température ambiante dans le même fixateur, puis conservés à 4 °C dans une solution de saccharose à 20 % et d’azide de sodium à 0.01 % dans du PB 0.1 M. Pour les expériences d’antagoniste des récepteurs DR, les cerveaux ont été prélevés et coupés en deux selon l’axe sagittal. Une moitié a été conservée dans du PB et utilisée pour l’analyse DiOlistics, et l’autre a été traitée pour l’analyse ΔFosB. Des coupes coronales (35 μm) ont été réalisées à l'aide d'un microtome à congélation (Microm H400R), recueillies en quatre séries parallèles dans une solution cryoprotectrice (30 % de saccharose et 30 % d'éthylène glycol dans du tampon phosphate 0.1 M) et conservées à −20 °C. Les coupes flottantes ont été abondamment lavées avec du tampon phosphate 0.1 M, pH 7.35, entre chaque incubation, et toutes les étapes ont été effectuées à température ambiante. Les coupes ont été exposées à du peroxyde d'hydrogène à 1 % _{( 10} min ) puis incubées dans une solution de tampon phosphate contenant 0.1 % de BSA (Fisher) et 0.4 % de Triton X-100 (Sigma-Aldrich) pendant 1 h. Elles ont ensuite été incubées pendant une nuit avec un anticorps polyclonal de lapin anti-FosB (1:5K ; sc-48, Santa Cruz Biotechnology), préalablement validé ( Perrotti et al., 2004 , 2008 ; Pitchers et al., 2010b ). L'anticorps pan-FosB a été produit contre une région interne commune à FosB et ΔFosB et a été précédemment caractérisé pour visualiser spécifiquement les cellules ΔFosB aux points temporels utilisés dans cette étude (> 1 jour après la stimulation) ( Perrotti et al., 2004 , 2008 ; Pitchers et al., 2010b ). Les coupes ont ensuite été incubées dans une solution d'IgG de chèvre anti-lapin conjuguée à la biotine (1 h ; dilution 1:500 dans du PBS+ ; Vector Laboratories), d'avidine-biotine-peroxydase de raifort (1 h ; ABC elite ; dilution 1:1000 dans du PBS ; Vector Laboratories) et de tétrahydrochlorure de 3,3′-diaminobenzidine à 0.02 % (10 min ; Sigma-Aldrich) contenant 0.02 % de sulfate de nickel dans du tampon phosphate 0.1 M avec du peroxyde d'hydrogène (0.015 %). Les sections ont été montées sur des lames de verre Superfrost plus (Fisher) et recouvertes d'une lamelle de phtalate de dibutyle xylène.

Le nombre de cellules ΔFosB-IR a été compté dans la coquille et le noyau du NAc, au sein de zones d'analyse standard (400 × 600 μm), comme décrit précédemment ( Pitchers et al., 2010b ). Deux sections ont été analysées par sous-région du NAc, et la moyenne a été calculée par animal. Dans l'expérience à points temporels, le nombre de cellules ΔFosB-IR a été exprimé en tant que variation relative par rapport au groupe contrôle naïf au point temporel approprié et comparé entre les groupes expérimentés et naïfs pour chaque sous-région à chaque point temporel individuel, à l'aide de tests t non appariés avec un seuil de signification de p < 0.05. Dans les expériences avec ΔJunD-AAV et l'antagoniste DR, une ANOVA à deux facteurs ou à un facteur, respectivement, et la méthode de Holm-Sidak ont ​​été utilisées. De plus, les cellules ΔFosB-IR ont été dénombrées dans le striatum dorsal (zone d'analyse : 200 × 600 μm), immédiatement dorsalement au noyau accumbens et adjacent au ventricule latéral, chez tous les animaux de l'expérience avec l'antagoniste DR. Une analyse de variance à un facteur (ANOVA) et des tests t ont été utilisés pour comparer les groupes.

DiOlistics.

Pour l'expérience avec le vecteur viral ΔJunD et le point temporel déterminé, les rats ont été perfusés par voie intracardiaque avec 50 ml de solution saline (0.9 %), puis avec 500 ml de paraformaldéhyde à 2 % dans du tampon phosphate 0.1 M. Les cerveaux ont été sectionnés (sections coronales de 100 μm) à l'aide d'un vibratome (Microm) et les sections ont été conservées dans du tampon phosphate 0.1 M contenant 0.01 % d'azide de sodium à 4 °C. Le revêtement des particules de tungstène (1.3 μm de diamètre, Bio-Rad) avec le colorant carbocyanine lipophile DiI (perchlorate de 1,1′-dioctadécyl-3,3,3′,3′-tétraméthylindocarbocyanine ; Invitrogen) a été réalisé selon la méthode décrite précédemment ( Forlano et Woolley, 2010 ). Des particules de tungstène enrobées de DiI ont été introduites dans le tissu à une pression de 160 à 180 psi à l'aide du système Helios Gene Gun (Bio-Rad) à travers un filtre de 3.0 μm de porosité (BD Biosciences) et laissées diffuser à travers les membranes neuronales dans du tampon phosphate (PB) 0.1 M pendant 24 h à l'abri de la lumière et à 4 °C. Ensuite, les tranches ont été postfixées dans du paraformaldéhyde à 4 % dans du PB pendant 3 h à température ambiante, lavées dans du PB et montées dans des chambres scellées (Bio-Rad) avec du gelvatol contenant l'agent anti-décoloration 1,4-diazabicyclo(2,2)octane (50 mg/ml, Sigma-Aldrich) ( Lennette, 1978 ).

Les neurones marqués au DiI ont été imagés à l'aide d' un microscope confocal Zeiss LSM 510 m ( Carl Zeiss ) et d'un laser hélium/néon de 543 nm. Pour chaque animal, 2 à 5 neurones dans chaque sous-région du NAc, ou dans la coquille (en fonction de leur localisation par rapport à des repères anatomiques, notamment le ventricule latéral et la commissure antérieure) dans les expériences avec ΔJunD-AAV et antagoniste DR, ont été utilisés pour localiser une région d'intérêt sur une dendrite de second ordre en vue de la quantification des épines dendritiques. Pour chaque neurone, 2 à 4 dendrites ont été analysées afin de quantifier une longueur dendritique totale de 40 à 100 μm. Les segments dendritiques ont été acquis à l'aide d'un objectif à immersion dans l'eau 40×, par intervalles de 0.25 μm le long de l' axe z . Une image 3D a été reconstruite ( Zeiss ) et déconvoluée (Autoquant X, Media Cybernetics) avec les paramètres PSF adaptatifs (aveugles) et théoriques recommandés par le logiciel. La densité des épines dendritiques a été quantifiée à l'aide du module Filament du logiciel Imaris (version 7.0, Bitplane). Le nombre d'épines dendritiques a été exprimé pour 10 μm, moyenné pour chaque neurone puis pour chaque animal. Les différences statistiques ont été déterminées par des analyses de variance à deux facteurs (ANOVA) dans l'expérience de séries temporelles entre les animaux sexuellement naïfs et expérimentés à chaque point temporel (facteurs : expérience sexuelle et sous-région NAc) et dans l'expérience ΔJunD (facteurs : expérience sexuelle et vecteur viral), et par une ANOVA à un facteur dans l'expérience avec l'antagoniste DR. Les comparaisons de groupes ont été effectuées avec la méthode Holm-Sidak avec un niveau de signification de p < 0.05.

Préférence de lieu conditionné.

Le protocole expérimental de conditionnement de préférence de place (CPP) était identique à celui décrit précédemment ( Pitchers et al., 2010a ), utilisant un dispositif à trois compartiments non biaisé (Med Associates) et un protocole non biaisé, avec un seul essai de conditionnement par appariement de sulfate de d-amphétamine (Amph ; Sigma-Aldrich ; 0.5 mg/ml/kg sc, calculé sur la base de la base libre) dans le compartiment apparié et de solution saline dans le compartiment non apparié, un jour sur deux, pendant la première moitié de la phase diurne. Les animaux témoins recevaient de la solution saline dans les deux compartiments.

Les scores de préférence conditionnée pour un lieu (CPP) ont été calculés pour chaque animal en soustrayant le temps passé avant le test (en secondes) dans la chambre associée lors du post-test. Des analyses de variance à un facteur (ANOVA) et la méthode de Holm-Sidak ont ​​été utilisées pour comparer les groupes dans les expériences à points temporels. Un test t non apparié, avec un seuil de signification fixé à p < 0.05, a été utilisé pour comparer les groupes Naive-Sal et Naive Amph à chaque point temporel dans l'expérience à points temporels, et pour chaque traitement par vecteur viral dans l'expérience ΔJunD. Dans l'expérience temporelle, des ANOVA à un facteur et la méthode de Holm-Sidak ont ​​été utilisées pour comparer les groupes sexuellement expérimentés (Exp-Sal, Exp Amph 7 j et Exp Amph 28 j), et un test t non apparié a été utilisé pour comparer les deux groupes naïfs. Une ANOVA à deux facteurs et la méthode de Holm-Sidak ont ​​été utilisées pour comparer tous les groupes dans l'expérience avec l'antagoniste DR. Deux tests t non appariés ont été utilisés pour comparer les groupes Naive-Sal et Naive Amph pour chaque condition de traitement par vecteur viral (GFP ou ΔJunD), les données étant trop variables dans les groupes ΔJunD pour permettre une analyse de variance (ANOVA). Le seuil de signification a été fixé à p < 0.05.

Expériences de vecteur viral.

Des rats mâles ont été anesthésiés avec de la kétamine (87 mg/ml/kg ; ip) et de la xylazine (13 mg/ml/kg ip), placés dans un appareil stéréotaxique (Kopf Instruments) et ont reçu des microinjections bilatérales de vecteurs viraux adéno-associés recombinants codant uniquement pour la GFP (protéine fluorescente verte), ou pour ΔJunD (partenaire de liaison dominant-négatif de ΔFosB) et la GFP, dans le NAc (coordonnées : AP +1.5, ML ±1.2 par rapport au bregma ; DV −7.6 par rapport au crâne), dans un volume de 1.5 μl/hémisphère sur 7 min à l'aide d'une seringue Hamilton (Harvard Apparatus). La protéine ΔJunD diminue la transcription médiée par ΔFosB en formant un hétérodimère compétitif avec ΔFosB, empêchant ainsi sa liaison à la région AP-1 au sein des promoteurs des gènes cibles ( Winstanley et al., 2007 ; Pitchers et al., 2010b ). Bien que ΔJunD se lie à ΔFosB avec une forte affinité, certains de ses effets observés pourraient être dus à l’antagonisme d’autres protéines AP-1. Cependant, il semble que ΔFosB soit la protéine AP-1 prédominante exprimée dans les conditions testées ( Pitchers et al., 2010b ). Trois à quatre semaines plus tard, les animaux ont été soumis à quatre accouplements consécutifs ou sont restés naïfs, constituant ainsi quatre groupes : souris GFP sexuellement naïves, souris GFP sexuellement expérimentées, souris ΔJunD sexuellement naïves et souris ΔJunD sexuellement expérimentées. L'expérience sexuelle consistait en quatre séances d'accouplement quotidiennes consécutives. Les animaux ont été testés pour la préférence conditionnée pour un lieu (CPP) et la diolistique. La vérification des sites d'injection a été réalisée comme décrit précédemment ( Pitchers et al., 2010b ). Des coupes coronales du noyau accumbens (NAc) de 100 μm ont été traitées par immunohistochimie pour la GFP (1:20 000 ; anticorps anti-GFP de lapin ; Invitrogen). La propagation du virus était principalement limitée à la partie externe du NAc, avec une propagation supplémentaire au noyau.

Antagonistes de D1R / D2R.

Des rats mâles ont été anesthésiés par injection intrapéritonéale (0.1 ml/kg) d'un mélange de kétamine (87 mg/ml) et de xylazine (13 mg/ml), puis placés dans un appareil stéréotaxique (Kopf Instruments). Des canules de guidage bilatérales de calibre 21 (Plastics One) ont été insérées dans le noyau accumbens (NAc) à une position AP +1.7, ML ±1.2 par rapport au bregma et −6.4 DV par rapport au crâne. Elles ont ensuite été fixées à l'aide de résine acrylique dentaire, collée à trois vis insérées dans le crâne. Les animaux ont été manipulés quotidiennement pendant une période de récupération de deux semaines afin de les habituer aux procédures de perfusion. Quinze minutes avant le début de chacune des quatre séances d'accouplement quotidiennes, par introduction de la femelle réceptive, les rats mâles ont reçu des microinjections bilatérales d'antagoniste des récepteurs D1 (R(+)SCH-23390 chlorhydrate, Sigma-Aldrich) ou d'antagoniste des récepteurs D2 (D2R (S-(-)eticlopride chlorhydrate, Sigma-Aldrich) dissous dans une solution saline stérile à 0.9 % (10 µg chacun dans 1 µl par hémisphère), ou de solution saline seule (1.0 µl par hémisphère), à ​​un débit de 1.0 µl/min pendant une minute, suivie d'une minute de diffusion de la canule d'injection. Le volume de cette injection permet de perfuser à la fois le noyau et la coquille, les perfusions de 0.5 µl étant limitées aux subdivisions noyau ou coquille ( Laviolette et al., 2008 ). Les dosages étaient basés sur des études antérieures montrant que ces dosages, ou des dosages inférieurs, influençaient le comportement de récompense, qu'elle soit induite par une drogue ou naturelle ( Laviolette et al., 2008 ; Roberts et al., 2012 ). Les mâles témoins sont restés sexuellement naïfs, mais ont reçu une injection intra-NAc de solution saline avant d'être placés dans la cage de test vide, au cours de quatre séances de manipulation quotidiennes. Une semaine après le dernier accouplement ou la dernière séance de manipulation, les mâles ont été testés pour le conditionnement de préférence de place (CPP) à l'amphétamine, ainsi que pour l'analyse des épines dendritiques et du ΔFosB. Le choix de quatre séances, plutôt que cinq comme dans les autres expériences, visait à éviter des lésions excessives du NAc dues aux perfusions répétées et ainsi permettre l'analyse des épines dendritiques et du ΔFosB. En effet, aucune lésion n'a été observée, et les analyses des épines dendritiques et du ΔFosB dans le NAc des animaux ayant reçu une perfusion de solution saline ont montré des résultats similaires à ceux des groupes non perfusés dans les expériences précédentes. Une ANOVA à deux facteurs et la méthode de Holm-Sidak, avec un seuil de signification fixé à p < 0.05, ont été utilisées pour déterminer la facilitation du comportement sexuel induite par l'expérience sexuelle.

L'expérience sexuelle a induit une augmentation immédiate et persistante du nombre de cellules ΔFosB-IR. Variation du nombre de cellules ΔFosB-IR dans la coquille ( A ) et le noyau ( B ) du NAc chez les animaux ayant déjà eu des rapports sexuels (noir) comparés aux témoins naïfs (blanc) ( n = 4 par groupe). Les données représentent la moyenne du groupe ± l'erreur standard à la moyenne (SEM). * p < 0.05, différence significative par rapport aux témoins naïfs. Images représentatives des animaux naïfs à 1 jour ( C ), à 1 jour après l'expérience ( D ), à 7 jours après l'expérience ( E ) et à 28 jours après l'expérience ( F ). ac : commissure antérieure. Échelle : 100 µm.

L’expérience sexuelle a provoqué une augmentation du nombre d’épines dendritiques dans le NAc et une récompense sensibilisée d’amph. A, B, Le nombre d’épines dendritiques dans la coquille et le coeur de 7 d (A) ou 28 d (DB d’animaux [noirs] et d’expérimentés [noirs] sexuellement naïfs; n = 4 ou 5). Les données sont la moyenne du groupe ± SEM. ^#p <0.05, différence significative par rapport aux témoins naïfs. C, Segments dendritiques représentatifs des groupes Naive 7 d et Exp 7 d utilisés pour quantifier la densité de la colonne vertébrale. Barre d'échelle, 3 μm. D, Le temps passé dans la chambre couplée (Amph ou solution saline) pendant le post-test moins le prétest (score CPP) pour des animaux naïfs sexuellement (blancs) ou expérimentés (noirs) testés soit 7 d, soit 28 d après la mise au jour finale ou séance de manipulation: Naive-Sal (7 d après manipulation; n = 8), Naive Amph (7 d après manipulation; n = 9), Exp-Sal (groupes combinés d'animaux testés soit 7 d, soit 28 d après l'accouplement; n = 7), 7 d Exp Amph (7 d après l'accouplement; n = 9) et 28 d Exp Amph (28 d après l'accouplement; n = 11). Les groupes de Sal ont reçu Sal couplé avec les deux chambres. *p <0.05, différence significative par rapport aux témoins salins sexuellement expérimentés.

L'atténuation de l'activité de ΔFosB dans le NAc a bloqué la sensibilisation à la récompense par l'AMPH et l'augmentation du nombre d'épines dendritiques du NAc chez les animaux sexuellement expérimentés . A , Images représentatives de l'expression de la GFP chez trois animaux ayant reçu une injection d'un adénovirus recombinant ΔJunD ciblant le noyau accumbens, illustrant des sites d'injection de petite (à gauche), moyenne (au centre) et grande (à droite). ac : commissure antérieure ; LV : ventricule latéral. Échelle : 250 µm. B , Illustration schématique des localisations et des modes de propagation les plus importants du virus. Chez tous les animaux, la GFP a été détectée dans la coquille, mais la propagation vers le noyau était variable. C , Temps passé dans la chambre associée à l'amphiphilie (Amph) pendant la période post-test moins la période pré-test (score CPP) chez des animaux sexuellement naïfs (blancs) et expérimentés (noirs) ayant reçu une injection du vecteur contrôle GFP (Naïfs, n = 9 ; Exp, n = 10) ou du vecteur ΔJunD (Naïfs, n = 9 ; Exp, n = 9). D , Images représentatives de segments dendritiques d'animaux sexuellement expérimentés (GFP et ΔJunD) utilisées pour quantifier la densité des épines dendritiques. Échelle : 3 µm. E , Nombre d'épines dendritiques dans le NAc d'animaux sexuellement naïfs (blancs) et expérimentés (noirs) ayant reçu une injection du vecteur contrôle GFP ou du vecteur ΔJunD. Les données représentent la moyenne du groupe ± l'erreur standard à la moyenne (SEM). * p < 0.05, différence significative par rapport aux témoins naïfs. ^# p < 0.05, différence significative par rapport aux témoins expérimentés (GFP).

Paramètres du comportement sexuel lors de l'acquisition d'expérience sexuelle dans des groupes ayant reçu des perfusions de NAc de vecteurs viraux exprimant la GFP ou ΔJunD ^a

L'infusion d'antagonistes des récepteurs de la dopamine dans le NAc n'a pas affecté le comportement sexuel. Coupes coronales du NAc ( A , +2.2 ; B , +1.7 ; C , +1.2 par rapport au bregma) indiquant les sites d'injection intra-NAc pour tous les animaux. Les canules étaient bilatérales, mais sont représentées unilatéralement pour faciliter la présentation de tous les animaux (Naïfs - Solution saline, blanc, n = 7 ; Expérimentés - Solution saline, gris foncé, n = 9 ; Expérimentés - Antenne D1R, gris clair, n = 9 ; Expérimentés - Antenne D2R, noir, n = 8). ac : commissure antérieure ; LV : ventricule latéral ; CPu : noyau caudé-putamen. Latence de monte ( D ), latence d'intromission ( E ) et latence d'éjaculation ( F ) pour tous les groupes sexuellement expérimentés (Solution saline, blanc ; Antenne D1R, gris ; Antenne D2R, noir). Les données représentent la moyenne ± l'erreur standard à la moyenne (SEM). * p < 0.05, différence significative entre le jour 1 et le jour 4 au sein du traitement.

Le blocage des récepteurs D1 dans le NAc atténue l'augmentation du nombre de cellules ΔFosB-IR dans le NAc chez les animaux sexuellement expérimentés. Variation du nombre de cellules ΔFosB-IR dans la coquille ( A ) et le noyau ( B ) du NAc chez les animaux sexuellement expérimentés (noir) comparés aux témoins sexuellement naïfs (blanc) (Naïfs-Sal, n = 6 ; Exp-Saline, n = 7 ; Exp D1R Ant, n = 9 ; Exp D2R Ant, n = 8). Les données représentent la moyenne du groupe ± l'erreur standard à la moyenne (SEM). * p < 0.05, différence significative par rapport aux témoins naïfs. ^# p < 0.05, différence significative par rapport aux animaux expérimentés traités avec une solution saline ou un inhibiteur des récepteurs D2. Images représentatives des groupes suivants : Naïfs Sal ( C ), Exp Sal ​​( D ), Exp D1R Ant ( E ) et Exp D2R Ant ( F ). ac : Commissure antérieure. Échelle : 100 µm.

Le blocage des récepteurs D1 dans la NAc supprime la récompense sensibilisée d'Amph et l'augmentation du nombre d'épines dendritiques chez les animaux sexuellement expérimentés. A, Le temps passé dans la chambre à paires Amph pendant le post-test moins le prétest (score au CPP, secondes) pour naïf sexuel (blanc, n = 6) et les animaux expérimentés (noirs) ayant reçu une solution saline (n = 7), antagoniste de D1R (n = 9) ou antagoniste de D2R (n = 8). Les données sont la moyenne du groupe ± SEM. *p <0.05, différence significative par rapport aux témoins naïfs de solution saline. ^#p <0.05, différence significative par rapport aux animaux expérimentés avec D1R Ant. B, Le nombre d’épines dendritiques (par 10 μm) pour sexuellement naïf (blanc, n = 7) et les animaux expérimentés (noirs) ayant reçu une solution saline (n = 8), antagoniste de D1R (n = 8) ou antagoniste de D2R (n = 8). Les données sont la moyenne du groupe ± SEM. *p <0.05, différence significative par rapport aux témoins naïfs de solution saline. ^#p <0.05, différence significative par rapport aux contrôles salins expérimentés.