来源
美国南加州大学凯克医学院细胞与神经生物学系，美国加利福尼亚州90033。
抽象
合成代谢 - 雄激素类固醇（AAS）滥用是普遍的。 此外，AAS正在加强，如啮齿动物的自我管理所示。 然而，转导AAS增强作用的受体尚不清楚。 AAS可以与经典的核雄激素受体（AR）或膜受体结合。 我们使用两种方法来检查核AR在AAS自我管理中的作用。 首先，我们在睾丸女性化突变（Tfm）的大鼠中测试雄激素自我给药，其干扰雄激素结合。 如果核AR对AAS自我管理至关重要，Tfm男性不应自行给予雄激素。 Tfm雄性和野生型（WT）同窝出生者以固定比率（FR）计划自行施用不可芳香化的雄激素二氢睾酮（DHT）或脑室内载体（ICV）至FR5。 在DHT自我给药期间，Tfm和WT大鼠均获得对活跃鼻捅的偏好（对于Tfm为66.4 +/- 9.6应答/ 4 h，对于WT应答为79.2 +/- 11.5 / 4 h），并且鼻子戳增加为FR要求增加。 在大鼠自我给药载体中的偏好得分显着较低（对于Tfm的42.3 +/- 5.3应答/ 4 h和对于WT的19.1 +/- 4.0应答/ 4 h）。 我们还测试了在C3和C17上与牛血清白蛋白（BSA）缀合的DHT的自我施用，其仅限于细胞表面的作用。 允许仓鼠在FR15处自我施用DHT，BSA和DHT-BSA缀合物，持续1天。 仓鼠显示出对DHT（18.0 +/- 4.1反应/ 4 h）或DHT-BSA结合物（10.0 +/- 3.7反应/ 4 h和21.0 +/- 7.2反应/ 4 h）的显着偏好，但不适用于BSA（2.5 + / -2.4回复/ 4 h）。 总之，这些数据表明雄激素自我给药不需要核AR。 此外，雄激素自我给药可以由质膜受体介导。
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合成代谢雄激素类固醇（AAS）是滥用药物。 这些睾酮（T）衍生物用于运动和美学目的（Yesalis等人，1993）。 副作用范围从性腺机能减退和男性乳房发育到心脏和肝功能障碍（Leshner，2000）。 此外，有证据表明AAS滥用导致情绪改变（教皇和卡茨，1994），侵略（崔和教皇，1994, Kouri等人，1995），并可能产生依赖（Brower等，1991, Brower，2002）。 尽管人们越来越担心，AAS滥用的潜在机制尚未得到充分了解。
在人类中，有人认为AAS的使用主要是由合成代谢作用引起的，但一些滥用者最终会产生依赖性（Brower，2002）。 来自动物研究的证据支持这一假设。 AAS诱导小鼠的条件性位置偏爱（CPP）（Arnedo等，2000）和老鼠（Packard等，1997, Packard等，1998, Frye等人，2002）。 此外，仓鼠通过口服自愿服用AAS（Wood，2002），静脉注射（Wood等，2004）和脑室内（ICV）自我管理（DiMeo和Wood，2004, Triemstra和Wood，2004, Wood等，2004, DiMeo和Wood，2006b).
虽然ICV自我施用表明中枢作用位点，但是调节AAS强化的特定激素和受体尚不清楚。 目前的证据表明，T的增强作用是由雄激素介导的，而不是通过芳构化后的雌激素介导的。 雄性仓鼠会自行给予二氢睾酮（DHT; DiMeo和Wood，2006b）和其他不可芳香的雄激素（巴拉德和伍德，2005）。 此外，T自我给药被抗雄激素氟他胺阻断（彼得斯和伍德，2004）。 现在的问题是：雄激素信号如何在大脑中转导？
雄激素受体（AR）是经典的核类固醇受体，其作为转录因子起作用。 AR与药物滥用相关的结构稀疏，例如伏隔核（Acb）和腹侧被盖区（VTA; Simerly等人，1990, Wood和Newman，1999）。 还有证据表明性腺类固醇通过细胞表面受体起作用（Mermelstein等，1996, 朱等人，2003, Thomas等人，2006, Vasudevan和Pfaff，2007).
在目前的研究中，我们使用两种方法来确定经典核AR在雄激素强化中的作用。 为了尽可能减少雌激素受体（ER）的活化，我们测试了DHT自我给药。 在第一个实验中，测试具有睾丸女性化突变（Tfm）的大鼠的DHT的ICV自我施用。 Tfm是单碱基取代，导致有限配体结合的ARs缺陷（Yarbrough等，1990）。 由于在发育过程中雄激素刺激不足，雄性Tfm大鼠表现出外部雌性表型（Zuloaga等，2008b）。 如果AAS强化需要功能性核AR，则Tfm大鼠不应自行给予DHT。 相反，Tfm大鼠能够获得DHT自我给药。 在第二个实验中，我们测试了仓鼠中膜不可渗透形式的DHT的ICV自我施用。 当DHT与牛血清白蛋白（BSA）结合时，其作用仅限于细胞表面受体。 如果雄激素加强需要核AR，仓鼠不应自行施用与BSA偶联的DHT。 相反，仓鼠显示出明显偏爱与BSA缀合的DHT。 总之，这些研究表明雄激素自我给药不需要核AR。 相反，雄激素增强可以由膜AR介导。
方法和材料
主题
大鼠
成年雄性Tfm大鼠和野生型（WT）同窝小鼠从密歇根州立大学的殖民地获得。 他们的基因型通过PCR验证，类似于前面描述的方法（Fernandez等，2003）。 简言之，将耳夹在55℃下在含有蛋白酶K的裂解缓冲液中消化过夜，然后在95°下加热灭活30分钟。 使用正向引物5'-GCAACTTGCATGTGGATGA-3'和反向引物5'-TGAAAACCAGGTCAGGTGC-3'扩增AR，得到135bp产物。 然后将扩增的样品用Sau96I限制酶（R0165L，New England BioLabs，Ipswich，MA）在37℃下消化过夜，并在3％琼脂糖凝胶上电泳。 仅用该限制酶切割WT AR，在100bp下留下两个条带，而Tfm AR保持未切割。 Tfm动物也通过表型，乳头，女性生殖器距离和腹部睾丸的存在来验证。 Tfm大鼠先前已被用于证明海马中的非基因组雄激素效应（MacLusky等，2006）。 在实验开始时，WT大鼠在75至140天之间，并且Tfm大鼠在75至138天之间。
仓鼠
成年雄性叙利亚仓鼠（130-150 g）获自Charles River Laboratories（Wilmington，MA）。 将动物单独圈养在逆光循环（14L：10D）上，食物和水可用 随意。 所有实验程序均经各机构的机构动物护理和使用委员会批准，并按照规定进行 实验动物护理和使用指南 (NationalResearchCouncil，1996).
手术
将所有动物用22g不锈钢导管（Plastic One，Roanoke，VA）植入侧脑室[大鼠：AP：0.7，ML：-1.8，DV：-4.0~-5.0（Paxinos和Watson，1998）; 仓鼠：AP：+ 1.0，ML，+ 1.0，DV：-3.0~-5.0（Morin和Wood，2001），来自前囟的mm，在Na下+ 戊巴比妥麻醉（大鼠：50 mg / kg，仓鼠：100mg / kg）如前所述（Wood等，2004）。 所有外科手术均在无菌条件下进行 实验动物护理原理 (NIH，1985）。 在测试之前使动物在手术后恢复至少一周。
毒品
DHT，DHT-羧甲基 - 肟（CMO），DHT-CMO-BSA，DHT-半琥珀酸盐（Hemis）和DHT-Hemis-BSA获自Steraloids（Newport，RI）。 在DHT-CMO-BSA中，DHT在C3位置与BSA缀合，其中CMO作为接头。 类似地，DHT通过Hemis与C17位置的BSA连接以形成DHT-Hemis-BSA。 DHT-CMO-BSA（Gatson等，2006）和DHT-Hemis-BSA（布朗和托马斯，2003以前曾用于研究雄激素在质膜上的可能影响。 将DHT以13μg/μl溶解于1％β-环糊精（βCD，Sigma-Aldrich，St.Louis，MO）的水溶液中。 根据我们之前在仓鼠中的研究确定，该剂量在ICV自我给药期间产生强大的操作性反应（DiMeo和Wood，2006b）。 DHT衍生物以相同浓度的DHT溶解于相同载体中（DHT-CMO：1.25μg/μl，DHT-CMO-BSA：8.7μg/μl，DHT-Hemis：1.34μg/μl，DHT-Hemis-BSA ：8.83μg/μl）。 将BSA（Sigma-Aldrich）以7.45μg/μl溶解于相同载体中以获得与DHT-CMO-BSA和DHT-Hemis-BSA中的BSA的摩尔当量浓度。 在使用前每天制备含BSA的药物以避免降解，并且通过0.22μm过滤器过滤所有溶液。 以前的研究表明，只有一小部分类固醇与BSA分离（Stevis等人，1999），这个数量不足以诱发显着的雄激素效应（Lieberherr和Grosse，1994, Gatson等，2006）。 同样，我们早期的研究表明，DHT是以1.0μg/μl自我给药，但不是0.1μg/μl（DiMeo和Wood，2006b）。 因此，游离DHT（> 10％）不可能从BSA中解离出来足以支持自我管理的量。
设备
允许动物在操作室（Med Associates，St.Albans，VT）中自我施用药物或媒介物溶液4小时/天，5天/周，封闭在具有强制通风的声音衰减室中。 每个腔室都配有一个家用灯，2鼻子戳孔和一个计算机控制的注射泵，连接到平衡臂上的液体旋转接头。 来自100μl玻璃注射器的溶液通过连接到旋转接头的Tygon管输送给动物。 连接旋转接头和ICV插管的管道由金属弹簧保护。 药物溶液或载体通过在测试前立即插入引导插管的28-ga内部插管递送。 每次输注以1μl/ s递送0.2μl溶液。 鼻子洞位于房屋灯下方的地板6厘米处。 其中一个鼻子戳孔被指定为活动的鼻子戳孔。 对该孔的响应被记录为活动的鼻子戳（R：主动强化）并且针对触发输注的响应要求（FR1至5）计数。 一旦输液被触发，房屋灯就会熄灭，并且在5输液过程中活动孔被照亮，以帮助区分活动的鼻子戳孔。 在此5-s超时期间记录了活动孔中的鼻子戳，但没有计入进一步加固（NR：主动 - 非加强）。 对另一个鼻子戳孔的反应被记录为非活动的鼻子戳（I），但没有导致任何输注。 活动的鼻子戳孔位于腔室的前部或后部的位置是平衡的，以控制侧面偏好。 数据由WMPC软件（Med Associate）在Windows PC上记录。
ICV自我管理
大鼠
在Tfm和WT大鼠中自我施用DHT遵循从FR1到FR5的递增固定比率（FR）方案。 最初在FR1上训练大鼠，其中对活跃的鼻子戳的每个反应都得到加强。 此后，每5天将获得输注所需的反应数量提高一个。 在FR5，输液需要有关活动鼻尖孔的五个反应。 总体而言，在FR1上测试大鼠10天和FR2至FR5（每个5天），总共30天。 将来自每种基因型的大鼠随机分配到DHT或载体（Veh）组，并分别允许自我施用DHT或βCD载体。 36只大鼠（nWT = 19，nTFM 在该实验中使用= 17）。
仓鼠
仓鼠在FR1计划下进行15天测试。 在先前的研究中，ICN T自我给药的15天足以获得对活跃鼻捅的偏好。 仓鼠被随机分配到DHT（n = 8），DHT-CMO（n = 9），DHT-CMO-BSA（n = 10），DHT-Hemis（n = 11），DHT-Hemis-BSA（n = 8） ），或BSA（n = 9）组。
数据分析
大鼠
通过从活动强化和活跃的非强化鼻尖（R + NR-1）的总和中减去非活动的鼻尖来确定活动鼻尖的每日偏好分数。 从FR5的最后1天和FR2至FR5期间计算每只动物的平均偏好得分。 此外，比较每个FR每只动物的每次增强的平均数量。
通过3方式ANOVA分析数据，基因型（WT或Tfm），药物（DHT或媒介物）和FR表（1~5）作为受试者之间的因子。 FR计划被视为一个因素之间的因素，因为一些动物由于ICV导管插管堵塞而未能完成整个30测试日。 在这些情况下，只有完成的时间表中的数据才包含在分析中。 每种情况中包括的动物数量显示在 表1。 对于简单效应，通过适当的低阶ANOVA进行三因子方差分析。 必要时使用用于事后配对比较的Newman-Keuls检验。
表1
仓鼠
R，NR和I的各个平均值用于数据分析。 通过从平均活动鼻捅（R + NR-1）中减去平均无活性鼻捅（I）来确定每只动物的偏好分数。 用单样本分析平均偏好分数 t - 针对每组的0（即无偏好）进行测试。 此外，收到的增援数量是每只动物的平均数。 将每个药物组的平均强化与BSA对照的平均强化与2独立样品进行比较 t-测试。 未能完成最小5会话的动物被排除在分析之外（来自DHT-Hemis和DHT-Hemis-BSA组的1）。
使用SPSS 12（SPSS Inc.，Chicago，IL）进行所有统计学分析。 对于所有分析， p <0.05被认为具有统计学意义。 数据表示为每4h会话的平均值±SEM。
成果
WT和Tfm大鼠自我施用DHT
经营者回应
图 1 举例说明了DHT和Veh组在每个FR的主动鼻戳（R + RN – I）的平均偏好。 与赋形剂对照组（73.1±7.6 resp / 4h）相比，自用DHT的大鼠表现出对主动鼻戳的偏爱更大（29.8±3.5 resp / 4h）。1,145 = 31.77， p <0.001）。 FR时间表（F4,145 = 4.25， p <0.01），基因型-药物相互作用（F1,145 = 5.27， p = 0.02）和药物-FR计划相互作用（F.4,145 = 2.60， p = 0.02）。 基因型没有主要影响，其他相互作用也不显着。
事后测试显示，大鼠自我施用DHT显示出比FR计划显着更大的偏好（F4,73 = 4.18， p <0.01），偏好从FR1（33.4±4.4 resp / 4h）增加到FR4（110.8±26.7 resp / 4h）和FR5（106.4±18.9 resp / 4h）。 在该组中未观察到基因型的影响（基因型-FR时间表：F4,73 = 0.13，ns; 基因型：F1,73 = 0.86，ns）。
相比之下，大鼠自我施用Veh显示出与FR时间表相比没有变化（F4,72 = 0.31，ns），没有基因型-FR计划相互作用（F.4,72 = 0.12，ns）。 与DHT不同，Tfm大鼠在该组中表现出比WT更大的偏好（分别为42.3±5.3和19.1±4.0 resps / 4h; F4,72 = 11.81， p <0.01）。
输液
每个FR收到的DHT和Veh输液的平均数量显示在 图。 2。 总体而言，当允许自我施用DHT（26.9±2.2μg/ 4h）与载体（15.4±1.9μl/ 4h，F）时，大鼠接受更多输注。1,145 = 14.70， p <0.001）。 FR时间表（F1,145 = 3.32， p = 0.01）和基因型 - 药物相互作用（F.1,145 = 6.41， p = 0.01）。 所有其他相互作用和主要影响并不显着。
所有FR方案中DHT的平均每日摄入量在Tfm（24.3±2.9μg/ 4hr）和WT（29.4±3.4μg/ 4h）大鼠中相似。 在两组中，随着FR时间表的增加，药物摄入量保持不变（F4,73 = 0.54，ns）。 在FR1期间，Tfm和WT雄性分别以24.5±2.3μg/ 4h和37.3±6.7μg/ 4h自我施用DHT。 在FR5计划下，DHT自我给药对于WT大鼠平均为Tfm的18.3±4.5μg/ 4h和23.9±5.9μg/ 4h。 该组没有表现出基因型或基因型-FR基于时间表的差异（F.1,73 = 1.17，ns; F4,73 =分别为0.34，ns）。
相比之下，在Tfm和WT大鼠中，随着FR要求的增加，载体输注的数量显着下降（F4,72 = 4.73， p <0.01）。 出乎意料的是，Tfm大鼠自身给药的媒介物（20.7±2.4μl/ 4h）大约是WT大鼠（10.7±1.4μl/ 4h）的两倍1,72 = 7.77， p <0.01）。 在FR1的Tfm大鼠中，载体输注次数（39.9±13.2μl/ 4h）超过了DHT输注次数（24.5±2.3μl/ 4h）。 但是，到实验结束时，车辆自我管理已降至10.3±2.4μl/ 4h。 同样，野生型大鼠在FR18.6时自给药4.1±4μl/ 1h载体，在FR6.6时降至1.8±4μl/ 5h。
每个FR计划开始时的平均体重和每种情况下的动物数量显示在 表1。 WT大鼠显着比Tfm大鼠重（F1,174 = 144.62， p <0.001），并且所有组的体重随着时间的推移而增加（F5,174 = 5.59， p <0.001）。 药物状况（DHT vs Veh）对体重（F1，174 = 0.31，ns）或任何交互。 在FR1（WT：77.9μg/ kg，Tfm：65.4μg/ kg）和FR5（WT：46.5μg/ kg，Tfm：42.6μg/ kg）的两种基因型中，针对体重调整的DHT摄入量相似。
叙利亚仓鼠自我管理与BSA缀合的DHT
经营者回应
仓鼠自我管理的DHT和DHT与BSA结合，但不是单独的BSA。 图3a 显示了DHT，BSA，DHT-CMO-BSA和DHT-Hemis-BSA，DHT-CMO，DHT-Hemis的平均偏爱（活动–不活动的鼻子戳）。 与我们之前的研究一致，仓鼠对DHT自我给药过程中的主动鼻戳偏爱（t7 = 4.34， p <0.01），但自我管理BSA时则没有偏好（t8 = 1.03，ns）。 同样地，仓鼠表现出对DHT-CMO-BSA的活跃鼻子捅的偏好（t9 = 2.71， p = 0.02）和DHT-Hemis-BSA（t7 = 2.92， p = 0.02）。 DHT仅与接头连接，仓鼠自我管理DHT-CMO（t8 = 3.91， p <0.01），但在自行服用DHT-Hemis（t10 = 1.87， p = 0.09）。 对于DHT-Hemis，对活跃鼻捅（40.5±10.3 resp / 4h）的反应与DHT-Hemis-BSA（41.2±11.4 resp / 4h）相似，但这些雄性也表现出对非活动鼻子的反应增强与DHT-Hemis-BSA（28.7±6.6 resp / 4h）相比，-poke（20.3±4.4 resp / 4h）。
输液
每组接受的输液次数如下所示 图3b。 仓鼠接受的DHT明显多于BSA输注（t15 = 3.04， p = 0.01）。 同样，当允许自我管理DHT-Hemis-BSA时，仓鼠接受更多输注（t15 = 2.72， p = 0.02）或DHT-CMO（t16 = 2.70， p = 0.02）与BSA相比。 DHT-CMO-BSA（17.2±3.2μl/ 4hr）和DHT-Hemis（22.7±5.9μl/ 4hr）组的输注数量与自我给药DHT，DHT-Hemis-BSA和DHT-相似。 CMO。 尽管如此，仓鼠没有得到明显更多的DHT-CMO-BSA（t17 = 1.96， p = 0.07）或DHT-Hemis（t18 = 1.91， p = 0.07）与BSA相比。
过量
在完成所有55测试课程之前，有11名15仓鼠死亡。 先前已经描述了在睾酮自我给药期间因雄激素过量而导致的死亡（彼得斯和伍德，2005）。 在本研究中，2男性的8（25％）在DHT自我给药期间死亡，类似于报告的睾酮过量的24％（彼得斯和伍德，2005）。 DHT-CMO和DHT-Hemis的自我管理与最高损失相关（每组3每组8，38％），而自我管理BSA（1 9，11％）或DHT的仓鼠死亡率很低-Hemis-BSA（0的8）。 与睾酮过量一样，本研究中没有一只仓鼠在自我给药期间死亡。 相反，仓鼠几个小时后在他们的家笼中死亡，患有严重的运动和呼吸抑制。
睾酮过量与睾酮摄入量密切相关，特别是每次摄入量最大（彼得斯和伍德，2005). 图。 4 比较优先级分数，收到的增援数量，以及完成所有15测试课程的仓鼠和没有完成所有XNUMX测试课程的仓鼠的最高摄入量。 两组均表现出对活跃鼻捅的显着偏好（p <0.05）。 但是，相比于存活下来的仓鼠（25.7±5.2 resp / 4h），在自我给药期间死亡的仓鼠（9.5±2.0 resp / 4h）的偏好性明显更高。 t53 = 3.42， p <0.01）。 未能完成15节训练的仓鼠每节（31.2±5.0 inf / 4h）接受的输液次数是完成所有训练的仓鼠（14.8±1.1 inf / 4h）的两倍多， t53 = 5.05， p <0.001）。 此外，对于在研究期间死亡的仓鼠，每节的最大摄入量（77.0±9.8 inf / 4h）比存活的雄性（36.1±2.9 inf / 4h）高得多， t53 = 5.41， p <0.001）。
讨论
雄激素自我给药可能是由膜相关介导的，而不是由核雄激素受体介导的
目前的研究表明，经典的核AR对雄激素自我给药不是必需的。 在DHT自我给药期间，Tfm和WT大鼠均优选活跃的鼻捅。 此外，他们能够通过增加活跃的鼻涕来响应递增的FR时间表，从而无论FR时间表如何都能保持稳定的药物摄入水平。 相反，接受载体的大鼠未能对FR计划的变化作出反应。 他们的活跃鼻涕没有显着增加响应FR时间表的变化，并且随着响应要求的增加他们接受更少的输注。 因为配体与“经典”核雄激素受体的结合在Tfm突变体中受到损害，这支持了我们的假设，即雄激素增强是通过替代途径介导的。
Tfm大鼠对车辆的出乎意料的高响应不太可能是由于车辆本身造成的。 我们在未接受任何输注的单独Tfm大鼠组中观察到类似现象（数据未显示）。 相反，它可能与Tfm男性中女性化的行为特征有关。 Tfm大鼠鼻尖增加可能类似于雌性大鼠中观察到的更高的探头倾向（布朗和尼姆斯，2008）。 或者，已知Tfm大鼠和小鼠表现出更高的焦虑样行为（Zuloaga等人，2006, Zuloaga等，2008a）。 也许，DHT的镇静/抗焦虑作用（Agren等，1999, Arnedo等，2000, Frye和Seliga，2001, Berbos等，2002, 彼得斯和伍德，2005当Tfm大鼠自我给予DHT时，减轻了焦虑样行为。
此外，雄性仓鼠中DHT-BSA缀合物的自我给药提供了雄激素可以作用于神经元质膜以具有增强作用的证据。 仓鼠表现出对DHT-BSA缀合物的显着偏好。 自我给药的剂量符合我们之前对T，DHT和常用类固醇的研究（巴拉德和伍德，2005, DiMeo和Wood，2006b）。 相比之下，仓鼠没有表现出对BSA的偏爱。 关于死亡率和药物摄入的数据表明DHT及其衍生物可能是致命的，扩展了我们之前关于T过量的数据（彼得斯和伍德，2005).
目前的研究揭示了一种特定种类的操作性反应模式。 如先前所示，仓鼠不喜欢自我管理的活跃鼻子捅（约翰逊和伍德，2001, Wood，2002, DiMeo和Wood，2004, Triemstra和Wood，2004, Wood等，2004, 巴拉德和伍德，2005, DiMeo和Wood，2006b）。 然而，在大鼠中，无论接受何种药物，都明显偏爱活跃的鼻子捅。 我们在之前关于大鼠T自身给药的研究中观察到了类似的趋势，尽管它没有统计学意义（Wood等，2004）。 基于这种物种特定的自我管理行为差异，在比较大鼠和仓鼠的行为数据时必须谨慎。
在解释当前研究时需要考虑几个注意事项。 首先，配体结合显着受损的核ARs仍然存在于Tfm大鼠中（Yarbrough等，1990），与Tfm小鼠不同（他等人，1991）。 这些突变的核AR可能足以在超生理剂量下介导雄激素的作用。 其次，DHT-BSA缀合物可能降解 体内，导致免费DHT。 虽然这似乎不是一个重要的问题 细胞/组织 (Lieberherr和Grosse，1994, Gatson等，2006），DHT-BSA降解的程度和时间过程 体内 在大脑中目前还不得而知。 最后，DHT-BSA缀合物可能不会显着渗透到脑组织中。 DHT-BSA明显大于DHT，因此在当前研究中观察到的DHT-BSA的作用可能在靠近心室的位点介导。
尽管存在这些警告，但这两种不同的方法产生了一致的结果，强烈反对雄激素增强中核AR的必要性。 此外，BSA缀合物的自我给药表明雄激素可以在雄激素增强中作用于质膜。 据我们所知，目前的研究提供了第一个 体内 雄激素在质膜上的行为相关影响的证据。
雄激素对奖励产生快速的核AR不依赖性影响
其他几项关于雄激素奖励的研究显示，结果与非基因组或质膜效应一致。 CPP在全身T注射的30 min内发展（Alexander等人，1994），与CP的急性非基因组效应一致的时间过程也可以通过AC内注入T或其代谢产物诱导CPP（Packard等，1997, Frye等人，2002），虽然Acb的基因组AR很少。 此外，VTA表达Fos以响应ICV T输注（Dimeo和Wood，2006a尽管那里缺乏显着的经典AR表达。 目前的研究没有提供有关大脑行动部位的信息。 尽管如此，它确实表明单独核AR的相对缺乏不足以将Acb和VTA等结构排除在可能介导雄激素作用的潜在位点之外。
类固醇在背侧和腹侧纹状体中的快速质膜效应不限于雄激素。 已知孕激素可能通过Acb中的γ-氨基丁酸（GABA）受体诱导CPP（Frye，2007）。 雌激素还在背侧纹状体中发挥快速的膜受体介导作用（Mermelstein等，1996, Becker和Rudick，1999）。 已经分离出膜相关受体用于孕激素（朱等人，2003并且有证据表明雌激素的细胞表面受体正在积累（综述于 Vasudevan和Pfaff，2007）和雄激素（综述于 Thomas等人，2006）。 虽然雌激素也在加强（DiMeo和Wood，2006b），T的增强作用似乎主要是雄激素。 仓鼠自我管理不可芳香化的雄激素，如drostanolone和DHT（巴拉德和伍德，2005, DiMeo和Wood，2006b）。 此外，抗雄激素氟他胺可以阻止T自我给药（彼得斯和伍德，2004）。 虽然这似乎与本研究中报道的膜AR的作用相矛盾，但据报道氟他胺也可以阻断膜AR活化（布朗和托马斯，2003, 布朗和托马斯，2004).
膜雄激素受体的特性
历史上，类固醇（包括雄激素）的作用被认为是由核受体介导的过程转导的。 然而，有关由膜相关受体介导的快速雄激素效应的报道已有数十年的历史。 例如，在内侧视前区，雄激素可以在几秒钟内改变神经元放电（山田，1979分钟（Pfaff和Pfaffmann，1969）。 此外，Orsini及其同事（Orsini，1985, Orsini等，1985）已显示外侧下丘脑（LHA）中雄激素对神经元放电频率的快速改变。 LHA中雄激素的这种作用可能与本研究特别相关，因为已知LHA参与奖赏回路（Olds和Milner，1954和LHA orexin / hypocretin受性腺类固醇调节（Muschamp等，2007).
具有可能的膜AR的细胞类型包括神经胶质（Gatson等，2006），性腺（布朗和托马斯，2003, 布朗和托马斯，2004）和免疫细胞（Benten等，1999, 郭等人，2002），肌细胞（Estrada等，2003）和成骨细胞（Lieberherr和Grosse，1994）。 尽管尚未确定分子身份，但膜AR的候选物包括具有已知类固醇结合位点的膜受体，例如GABA-A（综述于 Lambert等人，2003）和N-甲基-D-天冬氨酸受体的NR2亚基（Malayev等，2002）。 另外，Thomas及其同事（2004）报道了一种新型G蛋白偶联受体作为膜AR的证据。 此外，在目前的研究中不能排除与特定受体无关的雄激素的作用。
最新产品 细胞/组织 研究表明，对于膜黄体酮受体的建议，单个受体上存在多个膜AR，或多个结合位点（Ramirez等人，1996）。 在许多细胞类型中，膜AR似乎是与Gq / o偶联的膜受体（Lieberherr和Grosse，1994, Benten等，1999, 朱等人，1999, 郭等人，2002, Estrada等，2003）。 然而，推定的膜AR的类固醇结合特性和对抗雄激素的敏感性根据细胞类型而变化很大。 例如，抗雄激素可以阻止DHT对黄花鱼卵巢细胞的影响（布朗和托马斯，2003, 布朗和托马斯，2004），虽然它们在其他细胞类型中无效（Lieberherr和Grosse，1994, Benten等，2004, Gatson等，2006），或甚至可能在海马细胞中发挥类似激动剂的作用（派克，2001, Nguyen等，2007）和几种癌细胞系（Peterziel等人，1999, 朱等人，1999, Evangelou等，2000, Papakonstanti等，2003）。 此外，据报道鱼的不同器官有不同的T结合特征（布朗和托马斯，2004).
我们对常用AAS的经验表明，A环（C2和/或C3）和C17的主要修饰倾向于干扰自我管理（巴拉德和伍德，2005）。 例如，在C2和C3上具有主要修饰的康力龙以及与C17连接的甲基不是自我给药的。 在目前的研究中，仓鼠自我施用在C3（DHT-CMO-BSA）和C17（DHT-Hemis-BSA）缀合的BSA。 需要进一步的研究来阐明自我管理的雄激素的特征。
临床意义
AAS，尤其是T，是迄今为止运动员使用的最常见的性能增强剂，占正兴奋剂试验的近一半（世界反兴奋剂机构，2006）。 鉴于如此广泛的使用，AAS滥用具有广泛的健康后果。 AAS滥用的心脏和肝脏副作用已经确立（Leshner，2000）。 这些和AAS的合成代谢作用被认为是通过核AR介导的。 然而，雄激素可能的核AR不依赖性作用表明AAS的影响可能远远超出具有核AR表达的结构。
就其他滥用药物而言，AAS产生不同的效果，并且与兴奋剂具有不同的作用机制。 与兴奋剂不同（Graybiel等，1990），AAS仅在VTA中诱导c-Fos活化而在Acb中不诱导c-Fos活化（Dimeo和Wood，2006a）。 此外，AAS减弱刺激物诱导的Acb DA释放（Birgner等人，2006），并急剧抑制DA释放（Triemstra等，2008）。 在行为上，AAS不会诱导兴奋剂的运动激活特征（彼得斯和伍德，2005).
相反，对急性AAS的行为反应类似于阿片类药物或苯二氮卓类药物，可能在一起服用时会产生累加效应。 急性暴露于AAS会降低自主神经功能，包括呼吸和体温（彼得斯和伍德，2005）。 AAS诱导的自主神经抑制使人联想到阿片类药物过量的症状，并被阿片拮抗剂纳曲酮阻断（彼得斯和伍德，2005）。 此外，nandrolone，一种常用的AAS，可增强吗啡的低温作用，并加剧纳洛酮沉淀的吗啡戒断症状（Celerier等，2003）。 此外，已确定急性AAS是镇静/抗焦虑药（Agren等，1999, Arnedo等，2000, Frye和Seliga，2001, Berbos等，2002, 彼得斯和伍德，2005），可能是由它们对GABA-A受体的直接作用介导的（Masonis和McCarthy，1995, Masonis和McCarthy，1996）。 用AAS长期治疗的大鼠的乙醇消耗增加也可能是GABA能功能改变的反映（Johansson等，2000).
我们对过量服用的研究结果引发了额外的健康问题。 目前，AAS作为对照物质的分类是基于它们的合成代谢特性（受控物质法案，1991）。 然而，目前的研究表明，AAS的合成代谢功效不一定与其增强特性和过量风险相对应。 除DHT-BSA结合物外，本研究中使用的DHT-CMO不是受控物质，尽管其过量使用的增强特性和死亡率似乎与DHT和T非常相似（彼得斯和伍德，2005）。 过量服用的模式也类似于此前报道的T（彼得斯和伍德，2005），高摄入导致死亡率24到48小时后。 鉴于这些发现，除了其合成代谢效力之外，用于将类固醇作为受控物质安排的标准可能需要进行修订以解释其滥用责任和毒性。
目前研究的结果表明，核AR是迄今为止唯一分离的AR，对于雄激素强化不是必需的。 相反，结果表明雄激素增强在质膜上转导。 因此，需要进一步研究推定的膜AR的特性，它们的功能特征和解剖学分布，以阐明AAS滥用的潜在机制及其临床意义。
脚注
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