中度高脂饮食增加幼鼠蔗糖自我管理（2013）

Dianne P. Figlewicz,^1,2 珍妮弗·杰伊,² 莫莉A.艾奇逊, Irwin J. Magrisso,⁴ Constance H. West,¹ Aryana Zavosh,² Stephen C. Benoit,³ 和 乔恩F.戴维斯³

我们之前曾报道过，适度高脂肪饮食会增加成年大鼠蔗糖的动力。 在这项研究中，我们测试了在5-8周龄期间在青春期过渡的雄性大鼠中高脂肪饮食的动机，神经化学和代谢作用。 我们观察到高脂肪饮食增加了蔗糖的动力响应，这与伏隔核中代谢变化或儿茶酚胺神经递质代谢物的变化无关。 然而，下丘脑中的AGRP mRNA水平显着升高。 我们证明AGRP神经元活化增加与动机行为有关，外源性（第三脑室）AGRP给药导致蔗糖动机显着增加。 这些观察结果表明，AGRP在内侧下丘脑中的表达和活性增加可能是高脂饮食干预引起的蔗糖反应增加的基础。 最后，我们比较了青春期与成年大鼠中蔗糖的动机，并观察到青春期大鼠中蔗糖的动机增加，这与先前的报道一致，即与成人相比，幼年动物和人类对甜味的偏好增加。 总之，我们的研究表明，背景饮食在青少年动物的甜味动机中起着强烈的调节作用。

主题

受试者是来自Simonsen（Gilroy，CA）的雄性Albino大鼠。 将大鼠维持在食物（实验室啮齿动物饮食5001，LabDiet）或中度高脂肪饮食（31.8％; Research Diets Inc）上 随意。 饮食的总碳水化合物含量相匹配（分别为低脂肪和高脂肪的58％kcal对51％kcal）。 低脂肪食物含有6.23 gm％游离糖，高脂肪食物含有29 gm％蔗糖。 它们保持在12：12 h光暗循环中，在6 AM上点亮。 除非另有说明，否则大鼠在3周龄，断奶后立即进入，并且适应环境直至5周龄。 在这个年龄，开始饮食和/或行为训练和测试。 具体方案在下面详细描述，并总结于 表1。 因为雄性大鼠在6经历青春期^th-7^th 在一周的时间里，研究的时间设计用于研究老鼠在这个发育阶段的过程。 对大鼠进行的所有程序均遵循NIH动物护理指南，并且由VA Puget Sound医疗保健系统的研究和发展委员会的动物护理和使用小组委员会批准。

  

表1

实验方案

蔗糖自我管理

一般议定书。 程序基于我们公布的方法（Figlewicz等人，2008; Figlewicz等人，2006）。 所有培训和测试程序均在0700和1200 hr之间进行。 实验包括2-3阶段：自动整形和固定比率（FR）训练; 特定队列的手术和康复（见 表1）; 使用Richardson和Roberts的PR算法进行渐进比率（PR）训练（理查森和罗伯茨，1996年）。 PR算法需要1，2，4，6，9，12，16，20，28，36，48，63，83，110，145，191，251，331，437，575，759，999，999（ （等）杠杆按下会话中的后续奖励交付，并且是对动机和奖励（27）的严格测试。 训练大鼠自我施用递送到液滴容器中的5％蔗糖（0.5 ml奖励）。 由Med Associates（Georgia，VT）系统控制的操作箱具有两个杠杆，但只有一个杠杆（活动的，可伸缩的杠杆）激活输液泵。 还记录了另一个杠杆上的按压（不活动的静止杠杆）。 将蔗糖溶液递送到液滴容器中用于口服（Med Associates）。 在连续加固计划（FR10：每个杠杆压力机加强）的一个小时的1天期间进行初始训练，每次会话最多可以提供50蔗糖奖励。 每次会议都开始时插入主动杆和白色室内灯的照明，整个会议期间一直亮着。 5-s音（2900 Hz，背景上方20 dB）+光（主动杆上方的7.5 W白光）伴随每次奖励传递的离散化合物提示，然后在每次蔗糖递送后超过20-sec。 公共培训以最大可能的3 h /天进行，持续10天。 在没有主动杠杆按压响应的30分钟之后，每日会话结束，此时房屋灯关闭并且主动杆缩回。

AGRP对蔗糖自我给药的影响

由于我们的结果显示喂食高脂肪饮食的青春期大鼠中AGRP mRNA表达增加，我们想确认AGRP可以增加蔗糖自我给药。 5-wk老年喂食的大鼠通过FR训练，然后接受插管进入第三脑室（ICV）。 经过一周的恢复，确认放置血管紧张素II饮酒反应试验（见 Figlewicz等人，[2006]）和一次FR再训练，大鼠开始在PR自我管理范例。 在PR日1后，将大鼠分配到两组中的一组，使得两组之间的平均PR日1表现没有差异（人工CSF载体，aCSF;或AGRP，2μl的0.01 nmol）。 他们在PR天8，7和2接受了aCSF（n = 5）或AGRP（n = 8）的注射。 在PR培训期间对每日总食物摄入量进行定量。

年龄对蔗糖自我给药的影响

我们比较了青春期大鼠和年轻人，喂食食物或31.8％脂肪饮食之间的自我管理行为。 大鼠对VAPSHCS动物园（3-5wk或8-10 wk）进行了两周的适应。 然后，他们在整个测试/培训期间（4周）接受了饮食。 因此，如在最初的实验中，青春期大鼠在5-8年龄进行研究。 年轻人在10-13年龄时进行了研究。

身体成分测定

使用定量磁共振波谱法测量身体成分（QMR​​ [Nixon等，2010]）确定个体大鼠的体内水分含量，从中计算出相对的体脂肪含量。 将动物置于未麻醉的圆柱形支架中，然后将支架插入QMR机器进行2分钟扫描，进行三次重复测量。 数据被保存到集成计算机（EchoMRI，Echo Medical Systems，Houston，TX），用于立即计算全身水，脂肪和瘦体重。

静脉葡萄糖耐量试验（IVGTT）

有意识的IVGTT在长期植入的IV插管的大鼠中进行，在研究之前禁食过夜，利用基于的方法 Frangioudakis，Gyte，Loxham和Poucher（2008）。 根据我们的既定方法，在研究前两周植入双侧静脉插管（Figlewicz等人，2009）。 在t-10 min（0.5 ml，用于在所有时间点测定胰岛素和葡萄糖）和t0 min绘制基线样品。 大鼠在1-2秒内接受15 gm葡萄糖/ 20ml / kg的输注，然后用0.5ml冲洗盐水。 在5，15，30，60，90和120 min取血样。 由于在手术过程中插入导管（因此无法获得血液样本），基线/ IVGTT数据的最终'n'为食物喂养大鼠的7-8和喂食8％脂肪饮食的大鼠的31.8（表3）。 使用Linco大鼠胰岛素RIA试剂盒（＃RI-13K和SRI-13K，Linco）测定血浆胰岛素，并在YSI葡萄糖分析仪上测定血浆葡萄糖。 在5 min和120 min处计算来自基线的响应的曲线下面积（AUC）。 将HOMA指数计算为空腹（葡萄糖[mM]×胰岛素[U / L]）/ 22.5，并使用针对胰岛素和葡萄糖测量的终末禁食样品计算。

  

表3

代谢参数¹

禁食代谢参数

在完成IVGTT后几天，来自实验1的大鼠在安乐死之前禁食过夜。 用吸入异氟醚深度麻醉大鼠并放血。 快速取出脑并在液氮中冷冻以测量下丘脑肽mRNA和伏隔核儿茶酚胺。 终末血浆或血清用于测量空腹胰岛素，葡萄糖，瘦蛋白和甘油三酯。 对于甘油三酯，使用Point Scientific甘油三酯GPO试剂盒#T7531-400（Fisher＃23-666-418）和标准KIT＃7531-STD（Fisher＃23-666-422），并一式两份测定3μl血清。 用Millipore Linco RIA试剂盒#RL 83K测量血浆瘦素。

儿茶酚胺HPLC方法[戴维斯等人，2008]

用异氟烷麻醉对大鼠实施安乐死，并迅速取出脑，冷冻并在-80℃下储存。 从每只动物中分离出双侧伏核伏隔核（NAcc）。 虽然我们采取了大量的措施来减少邻近大脑区域的污染，但由于每个微型冲头的性质和大小，我们的方法不允许我们区分NAcc内的子区域（即NAcc核心与壳体）。 对于高效液相色谱（HPLC）分析，将抗氧化剂溶液（0.4 N高氯酸盐，1.343 mM乙二胺四乙酸（EDTA）和0.526 mM偏亚硫酸氢钠加入到样品中，然后使用超声组织匀浆器进行均质化（Biologics; Gainesville，VA）将一小部分组织匀浆溶解于2％十二烷基硫酸钠（SDS）（w / v）中进行蛋白质测定（Pierce BCA Protein Reagent Kit; Rockford，IL）。剩余的悬浮液以14,000 g旋转用于20在冷冻离心机中min。将上清液保留用于HPLC。

在Microsorb MV C-18柱（5 Am，4.6_250 mm，Varian; Walnut Creek，CA）上分离样品，同时检测DA，3,4-二羟基苯乙酸（DOPAC）和高香草酸（HVA），两者都是标记物。多巴胺降解，5-HT和5-HIAA。 使用连接到Waters 12溶剂输送系统（Waters; Milford，MA）的5200-通道库仑测量阵列检测器（CoulArray 2695，ESA; Chelmsford，MA）在以下条件下检测化合物：1流速/ ml; 检测电位50，175，350，400和525 mV，和; 650 mV的擦洗潜力。 流动相由蒸馏水中的10％甲醇溶液组成₂O含有21 g / l（0.1 M）柠檬酸，10.65g / l（0.075 M）Na2HPO4，176 mg / l（0.8 M）庚烷磺酸和36 mg / l（0.097 mM）EDTA，pH为4.1。 针对具有最小R的6点标准曲线定量未知样品² 0.97 每次运行中散布质量控制样品以确保HPLC校准。

Orexigenic肽mRNA qPCR

我们测量了刺激摄食的下丘脑肽的表达，并且与动机和奖励行为有关（Figlewicz和Sipols，2010年）：神经肽Y（NPY [ 哈恩，布雷宁格，巴斯金和施瓦茨，1998年; Jewett等，1995; Kelley，Nannini，Bratt和Hodge，2001年]）; 刺豚鼠相关肽（AGRP [阿蓬特，阿塔索伊和斯特恩森，2011年; 巴恩斯，Argyropoulos和布雷，2010年; Broberger等，1998; Hagan等，2000; 哈恩，布雷宁格，巴斯金和施瓦茨，1998年; Kaushik等，2011; Krashes等，2011; Rossi等人，1998; Tracy等，2008]）; 和orexin（Cason等人，2010; 崔，戴维斯，菲茨杰拉德和贝努瓦，2010年）。 用异氟烷麻醉使大鼠安乐死，并迅速移出大脑，将其冷冻并保存在-80°C直至处理。 使用AHP-1200CPV冷冻平面（Thermoelectric Cooling America，Chicago，IL）将内侧和外侧下丘脑切成一个块，在整个解剖过程中保持12℃的恒定温度。 通过Trizol试剂（Invitrogen，Carlsbad，CA）从显微解剖的组织中分离总RNA，并根据制造商的说明使用RNeasy Mini Kit（Qiagen，Valencia，CA）纯化。 使用不含RNase的DNase（Promega，麦迪逊，威斯康星州）处理总RNA，以去除任何潜在的基因组DNA污染，并使用NanoVue分光光度计（GE Healthcare，英国剑桥）进行定量。 通过标准琼脂糖凝胶电泳确认RNA质量。 然后使用iScript cDNA合成试剂盒（Bio-Rad Laboratories，Inc.，Hercules，CA），通过随机六聚体和oligo DT引物的混合物，从1-2μg总RNA中逆转录（RT）互补DNA（cDNA）。 还从每个样品中制备了非逆转录（无RT）反应，以控制潜在的基因组DNA污染。 稀释cDNA和无RT对照，并使用MyIQ实时PCR检测系统（Bio-Rad，Hercules）通过实时定量PCR使用每个样品中的5-10 ng模板cDNA来测量所选基因的mRNA表达。在标准iCycler 96孔板上对每个样品进行一式三份的测量，并且没有模板对照（NTC），以检测潜在的交叉污染，反应体积为20μl，由10μl2×iQ Sybr Green Supermix（Bio- Rad，Hercules，CA），每个引物2μl0.2-0.5μM，3μlDEPC水和5μl模板。 所有qPCR反应均包括熔解曲线分析，以确保信号的特异性。 每种目的基因的相对表达通过外推到每块板上分别运行并从参考cDNA合并样品的连续稀释液中得出的标准曲线进行计算，并标准化为参考基因的相对表达（酸性核糖体磷蛋白36B4用于基因表达）。下丘脑组织和线粒体核糖体蛋白L32在伏隔核中表达）。 以下引物序列（IDT，圣地亚哥，CA）用于扩增大鼠前原毒素，NPY和AGRP：前原毒素，正向：5'-TTCCTTCTACAAAGGTTCCCT-3'，5'-GCAACAGTTCGTAGAGACGGCAG-3'； NPY：正向，5- TACTCCGCTCTGCGACACTACATC-3'； 反向：5'-CACATGGAAGGGTCTTCAAGCC-3'； AGRP，正向：5'-GCAGAAGGCAGAAGCTTTGGC-3'； 反向：5'-CCCAAGCAGGACTCGTGCAG-3'。

cFos免疫细胞化学（ICC）和定量

根据我们建立的方法，荧光ICC用于鉴定内侧下丘脑中的Fos阳性和AGRP阳性神经元细胞体（Figlewicz等人，2011）。 在最后一天（PR Day 10），将大鼠照常放置在其自给药室中90分钟。 在最后90分钟后，立即用异氟烷吸入麻醉，并先后灌注0.9％NaCl和4％冷聚甲醛溶液。 麻醉和安乐死的时机基于事件后90–120分钟时cFos蛋白峰值表达的已知时程。 因此，cFos表达将反映行为任务开始时CNS的激活，而不是动物经历该任务的结果。 取出大脑并在多聚甲醛中固定数天，然后将其置于20％蔗糖-PBS，然后30％蔗糖-PBS溶液中。 在低温恒温器（Leica CM 3050S低温恒温器）上对大脑进行切片，以进行免疫组织化学分析。 我们使用已建立的方法对大脑切片中的免疫反应性cFos蛋白进行定量（Figlewicz等人，2011）。 将载玻片安装的12μm全脑冠状切片在磷酸盐缓冲盐水（PBS，OXOID，Hampshire，England）中洗涤三次。 将切片用20％乙醇/去离子水（100％，v / v）洗涤50 min，然后用PBS洗涤，然后在室温下在含有1％正常山羊或驴血清的PBS中封闭5小时。 然后将切片在PBS中洗涤多次，并在4℃下在PBS中制备的一抗溶液中孵育过夜。 将切片在PBS中洗涤三次，然后在室温下在黑暗中在PBS中制备的二抗溶液中孵育1小时。 随后在PBS中再次洗涤切片，并将其安装并覆盖在Vectashield硬组装封固剂（Vector; Burlingame，CA）封固剂中。 使用连接到使用NIS Elements（Nikon）软件的Qimaging Retiga数字捕获相机的Nikon Eclipse E-800荧光显微镜获取切片的数字图像。

基于证明AGRP mRNA水平增加的PCR研究，我们关注内侧下丘脑区域，特别是腹内侧核和弓状核（ARC）。 基于图谱，在匹配的切片和区域中评估图谱匹配的12μm切片的cFos表达和定量。 Paxinos和Watson [2005]。 为了定量（在40×放大倍数下），选择了图谱匹配的区域。 利用NIS Elements软件（尼康）拍摄所需区域的图像。 划定了一个区域用于计数，并建立了阳性细胞计数的阈值。 将相同的面积和背景（阈值）用于来自各个实验组的切片，并且对于所有实验组在相同的会话中进行阳性细胞的软件计数（定量），以防止背景设置的会话间变化。 对于统计分析，只有当每个区域有相应或完整的切片时，才从个体大鼠中获取计数; 如果该区域的双边代表不完整，则不从大鼠中获取特定区域的数据。

除cFos定量外，还对cFos和AGRP进行了定量双标记免疫组化。 由于我们不希望干扰动物的行为表现，因此未使用秋水仙碱对其进行预处理以优化AGRP的可视化。 因此，AGRP阳性神经元的可视化可能会被低估。 AGRP的双重染色程序可单独进行cFos免疫反应性测定，只是在室温下用PBS-5％驴血清封闭切片一小时。 然后，使用fos-Ab和AGRP一抗的混合物在4°C下孵育过夜； 同样，两种二抗都在同一溶液中，在室温黑暗中孵育一小时。 进行了初始优化测定，以确定一抗的适当稀释度。 使用的一抗是兔抗cFos（1：500）（sc-52）和山羊抗AGRP（1：100）（18634）（Santa Cruz Biotechnology，Inc.，Santa Cruz，CA）。 使用的二抗是Cy3偶联的驴抗兔抗体（Jackson Immunoresearch；宾夕法尼亚州West Grove）和Alexa fluor 488驴抗山羊IgG抗体（Molecular Probes，Eugene，OR）； 所有第二抗体均以1：500稀释。

统计分析

组数据在文本，表格和图中以平均值±平均值的标准误差（SEM）的形式表示。 显着性定义为p≤0.05。 实验组之间进行统计比较，如“结果”下所述，使用未配对的学生t检验（例如饮食，年龄或治疗比较）进行。 定义了数据的“规范化”。

中度高脂饮食对蔗糖周围动力的影响

在食物31.8-5期间喂食8％脂肪饮食的大鼠在自我给药期间与含有饲料的大鼠相比具有显着升高的蔗糖动力。 如图所示 图1a，在初始FR训练期间，性能没有差异（平均FRDays 1-10主动杠杆按压，38±5对比39±2分别对于食物对31.8％脂肪饮食）。 然而，当大鼠转换到更严格的PR任务时，主动杠杆按压次数和蔗糖奖励数量显着增加，但总体会话长度没有（图1b）。 慢性饮食治疗对无效杠杆按压次数没有影响。 当在大鼠5-8期间给大鼠喂食高脂肪饮食但随后在9-12周期间通过FR和PR训练恢复到食物饲料时，有一个趋势但是在主动杠杆按压方面没有显着差异。 因此，在青春期前的时间框架内，似乎没有消耗适度高脂肪饮食的行为遗留效应。 这些队列的PR参数数据总结在 表2。 为了开始阐明饮食诱导的蔗糖动机增加的贡献机制，我们进行了许多代谢和CNS测量。

  

图1

在喂食31.8％脂肪饮食（n = 8）的青春期前大鼠中，PR促使对蔗糖奖励的响应增加。 1a。 在FR会议期间，饮食没有效果，但是当大鼠转换到PR范例时，饮食效果就很明显。 1b。 数据是 ...

  

表2

青春期高脂饮食对蔗糖进行率比的影响

中度高脂饮食对代谢参数的影响

在行为测试结束后，立即测定在体内5-8期间具有饮食干预和行为范例的大鼠的体脂组成。 然后大鼠接受慢性静脉插管用于（有意识的）IV葡萄糖耐量试验（IVGTT）。 随后，获得终末空腹血浆和血清用于额外的代谢测量。 如图所示 表3，在喂食食物和高脂肪饮食的大鼠之间，身体成分，体重，空腹胰岛素或葡萄糖测量值，胰岛素敏感性（HOMA计算）或对IVGTT的反应没有差异。 终末空腹瘦素和甘油三酯测量值在两组之间没有差异。 因此，尽管饮食治疗对蔗糖的动机具有显着影响，但它反映了肥胖前高脂肪喂养大鼠的行为反应。

中度高脂饮食对中枢神经系统稳态和奖赏神经化学的影响

除了终末代谢测量之外，还测量了在5-8周期间同时进行饮食干预和行为训练的队列的脑的伏隔核胺谱（每个饮食组n = 4）或下丘脑的产卵肽的mRNA水平。 如图所示 表4，高脂肪饮食对伏隔核中的多巴胺，去甲肾上腺素或血清素代谢物没有显着影响，伏隔核是奖励和动机活动的中心位置（池本和潘克谢普（1996）; 凯利和贝里奇，2002年），其中每个神经递质系统都起着关键的调节作用。 在下丘脑提取物中，测量了致食性肽，NPY，AGRP和食欲肽的mRNA水平。 在这一队列中，观察到了在脂肪喂养的大鼠中AGRP升高的强烈但不显着的趋势（两种饮食的n = 8）； 因此，我们在另一个队列中重复了饮食/行为训练范例，并测量了下丘脑的NPY，AGRP和食欲素mRNA。 在合并的队列中，我们观察到与高脂饮食相比，高脂饮食大鼠的AGRP mRNA显着增加（p <0.05）（图2），但NPY或orexin表达没有显着变化。 为了评估AGRP表达和自我管理行为之间的可能联系，我们测量了下基底中丘脑中的cFos和AGRP免疫阳性神经元。 给各组大鼠喂食食物或31.8％脂肪饮食; 一些是通过自我管理协议（周5-8），其他人作为行为控制处理。 图3a 图1显示了cFos和AGRP在弓状核神经元中的共定位的实例。 总结如下 表5，AGRP神经元的激活（cFos-ICC和AGRP-ICC在相同细胞内的共表达）与自我给药活性相关。 这证明了 图3b其中活化（cFos阳性）神经元的数量显示为神经元细胞计数，或显示为总AGRP阳性神经元的百分比：大鼠自我施用蔗糖中AGRP神经元的显着激活，与处理对照相比，在联合饮食组。 自我给药组与处理对照组中激活的AGRP神经元数量的饮食内治疗比较显示出未达到统计学显着性的趋势（食物，p = .078; 31.8％脂肪饮食，p = .073） 。 重要的是，这些数据不仅将AGRP神经元激活与自我管理行为联系起来，而且由于cFos测量的时间（大鼠置于其自我给药室后90分钟），cFos表达反映了AGRP神经元的活动。自我管理活动的预期或开始时。 自给药组中总AGRP阳性神经元的增加存在非显着趋势（对比处理对照，p = 0.16）。 在那些在饮食组之间匹配杠杆压力的大鼠中，AGRP阳性神经元的数量也匹配。 单独的饮食治疗对行为控制大鼠中AGRP阳性神经元的数量没有影响。

  

图2

31.8％的脂肪饮食对下丘脑内侧肽mRNA表达的影响。 高脂饮食大鼠（n = 17）与食物对照组（n = 16）的数据进行了标准化。 AGRP mRNA显着升高（p <0.05）。

  

图3

在蔗糖自我给药开始时AGRP神经元的活化。 3a。 cFos和AGRP在弓状核神经元中的共定位，60x放大。 3b。 中下丘脑中活化（cFos免疫阳性）AGRP免疫阳性神经元的数量 ...

  

表4

伏隔核胺代谢物

  

表5

Agrp神经元激活：饮食和行为治疗

AGRP给药对蔗糖动力的影响

我们对这一发现的解释是，青春期大鼠中的AGRP表达是高脂肪饮食喂养大鼠增强的蔗糖自我给药的关键机制。 为了证实AGRP增加蔗糖动力的功效，在行为范例的PR部分期间通过第三脑室将AGRP给予食物喂养的青春期周围大鼠。 这种剂量方案的AGRP在PR范例的两周内刺激食物摄入是亚阈值，但导致蔗糖自我给药显着增加，如 图4。 （请注意，每个蔗糖奖励的卡路里含量为0.1 kcal，因此蔗糖自我给药活动对每日总摄入量的贡献可忽略不计。） 表6 显示9-day PR范例中的自我管理参数数据，AGRP或aCSF在2，5和8天注入ICV。 在AGRP治疗的大鼠中，PR Days 2-10（p = 0.03）和非注射日（p = 0.048）的总体活动杠杆按压次数显着增加，并且（平均值）趋势增加注射日。 此外，停止时间（反映了参与自我管理任务所花费的总时间）在非注射日（p = 0.02）显着增加，总体趋势和注射天数趋于增加。 在PR Days 2-10（p = 0.03）中总体上增加蔗糖奖赏的数量。 与aCSF处理的对照相比，或在注射和非注射天之间，AGRP处理对无效杠杆按压没有影响。 结果支持解释AGRP持续影响增加蔗糖自我给药：大鼠更多地按压奖励杠杆，获得更多蔗糖奖励，并花费更多时间参与任务。

  

图4

第三心室（ICV）AGRP（0.01 nmol）在PR范例中刺激蔗糖自我给药，但在整个研究期间对每日食物摄入没有影响（PR Days 2-10，在2，5和8天注射） 。 表达AGRP（n = 9）数据 ...

  

表6

ICV AGRP与aCSF对蔗糖进行性比的影响

生命阶段对蔗糖偏好和动机的影响

在最后的实验中，我们评估了青春期和成年大鼠之间蔗糖的动机是否不同。 最初，在开始自我给药测试和训练之前，给5-和10-wk老鼠给予蔗糖偏好测试，其中选择的溶液范围从0到20％蔗糖。 如图所示 图5a与文献报道的结果一致，青春期前大鼠似乎比年轻成年大鼠更喜欢更甜的溶液：大多数青春期前大鼠的20％蔗糖溶液摄入量最高，而成年大鼠摄入峰值15％蔗糖。 随后，在自我管理训练和测试期间，两个年龄组在大鼠食物和高脂肪饮食之间分开。 在FR期间，青春期与成年大鼠（45±3对比37±2，p = 0.05）的活动杠杆按压次数有少量但有统计学意义的显着增加，且数量无差异。蔗糖奖励或非活动杠杆上的按压次数。 如图所示 图5b对于青春期（n = 15）与年轻成人（n = 14）大鼠（2方式方差分析，PRDay×年龄;相比），PR期间的年龄总体影响非常显着。年龄的影响，p = 0.017，没有PRDay的独立影响，没有显着的相互作用）。 在高脂肪饮食喂养条件下，年龄的影响更大，但这没有达到统计学意义（p = .13）。 表7 列出PR行为参数：除了增加主动杠杆按压，青春期前大鼠获得显着更多的蔗糖奖励，并显示停止时间增加的趋势。 此外，尽管对于青春期前和成年大鼠，非活动性杠杆按压的次数约为10％，但青春期前大鼠在无效（即无奖励）杠杆上的按压有小但显着的增加。主动杠杆压力机。 这些结果表明，青春期前的大鼠更喜欢并且会更加热衷于寻找甜味食物，并且可以通过高脂肪饮食的背景来扩大效果。

  

图5

与成年大鼠相比，幼年大鼠具有增加的蔗糖奖励动机。 5a。 青少年（青春期前，n = 15）和年轻成人（n = 14）大鼠的蔗糖偏好测试。 大鼠从浓度范围（30-0％蔗糖）中饮用20分钟。 ...

  

表7

年龄对进步比率表现的影响^a 对于蔗糖

该研究得到NIH资助DK40963的支持。 Dianne Figlewicz Lattemann是华盛顿州西雅图市Puget Sound医疗保健系退伍军人事务部生物医学实验室研究项目的高级研究职业科学家。 Stephen Benoit得到NIH DK066223和Ethicon Endosurgery Inc.的支持。作者感谢Tami Wolden-Hanson博士对身体成分测量的支持; William Banks博士和Lucy Dillman对甘油三酯测量的支持; 和Amalie Alver以及Samantha Thomas-Nadler协助行为研究。

• Andersen SL，Teicher MH。 青少年抑郁症的压力，敏感期和成熟事件。 神经科学的趋势。 2008; 31：183-191。 [考研]
• Aponte Y，Atasoy D，Sternson SM。 AGRP神经元足以在没有训练的情况下快速协调进食行为。 自然神经科学。 2011; 14：351-355。 [PMC免费文章[考研]
• Barnes MJ，Argyropoulos G，Bray GA。 在AgRP敲除小鼠中，优选高脂肪饮食，而不是μ阿片受体激活后的饮食过多。 脑研究。 2010; 1317：100-107。 [PMC免费文章[考研]
• BolañosCA，Barrot M，Berton O，Wallace-Black D，Nestler EJ。 在前期和周期前的哌甲酯治疗改变了对成年期情绪刺激的行为反应。 生物精神病学。 2003; 54：1317-1329。 [考研]
• BolañosCA，Glatt SJ，Jackson D.对periadolescentcent大鼠多巴胺能药物的敏感性：行为和神经化学分析。 脑研究发展脑研究。 1998; 111：25-33。 [考研]
• Brandon CL，Marinelli M，Baker LK，White FJ。 在青春期大鼠中加入哌醋甲酯后，可卡因的反应性和易感性增强。 神经精神药理学。 2001; 25：651-61。 [考研]
• Brandon CL，Marinelli M，White FJ。 青少年接触哌醋甲酯会改变大鼠中脑多巴胺神经元的活性。 生物精神病学。 2003; 54：1338-1344。 [考研]
• Broberger C，Johansen J，Johansson C，Schalling M，Hokfelt T.神经肽Y / agouti基因相关蛋白（AGRP）脑电路在正常，厌食和谷氨酸钠处理的小鼠中。 美国国家科学院院刊。 1998; 95：15043-15048。 [PMC免费文章[考研]
• Cason AM，Smith RJ，Tahsili-Fahadan P，Moorman DE，Sartor GC，Aston-Jones G.食欲素/降钙素在寻求奖励和成瘾中的作用：对肥胖的影响。 生理与行为。 2010; 100：419–428。 [PMC免费文章[考研]
• Choi DL，Davis JF，Fitzgerald ME，Benoit SC。 食欲素A在大鼠的食物动机，基于奖励的摄食行为和食物诱导的神经元激活中的作用。 神经科学。 2010; 167：11-20。 [考研]
• Cizza G，Brown RJ，Rother KI。 儿童糖尿病的发病率和挑战上升。 迷你评论。 内分泌学杂志。 2012 epub May 8，2012。 [PMC免费文章[考研]
• Coldwell SE，Oswald TK，里德博士。 高糖偏爱和低糖偏爱的青少年的生长指标不同。 生理与行为。 2009; 96：574–580。 [PMC免费文章[考研]
• Davis JF，Choi DL，Benoit SC。 胰岛素，瘦素和奖励。 内分泌和代谢趋势。 2010; 21：68-74。 [PMC免费文章[考研]
• Davis JF，Choi DL，Schurdak JD，Fitzgerald MF，Clegg DJ，Lipton JW，Figlewicz DP，Benoit SC。 瘦素通过不同神经回路的作用调节能量平衡和动力。 生物精神病学。 2011a; 69：668-674。 [PMC免费文章[考研]
• 戴维斯JF，崔DL，舒达克JD，克劳斯EG，菲茨杰拉德MF，立顿JW，酒井RR，贝努瓦SC。 中枢黑皮质素调节大鼠中皮层皮质的活动和觅食行为。 生理与行为。 2011b; 102：491–495。 [PMC免费文章[考研]
• Davis JF，Tracy AL，Schurdak JD，Tschop MH，Clegg DJ，Benoit SC，Lipton JW。 暴露于高水平的膳食脂肪减弱了大鼠的精神兴奋剂奖赏和中脑边缘多巴胺转换。 行为神经科学。 2008; 122：1257-1263。 [PMC免费文章[考研]
• Desor JA，Beauchamp GK。 人类喜好偏好的纵向变化。 生理与行为。 1987; 39：639–641。 [考研]
• Desor JA，Greene LS，Maller O. 9-对15岁和成年人的甜味和咸味偏好。 科学。 1975; 190：686-687。 [考研]
• Drewnowski A.能量密度，适口性和饱腹感：对控制体重的影响。 营养评论。 1998; 56：347-353。 [考研]
• Figlewicz DP，Bennett JL，Aliakbari S，Zavosh A，Sipols AJ。 胰岛素在不同的CNS位点起作用以减少大鼠中的急性蔗糖摄取和蔗糖自我给药。 美国生理学杂志。 2008; 295：R388-R394。 [PMC免费文章[考研]
• Figlewicz DP，Bennett JL，Naleid AM，Davis C，Grimm JW。 脑室内胰岛素和瘦素减少了大鼠的蔗糖自我给药。 生理与行为。 2006; 89：611–616。 [考研]
• Figlewicz DP，Bennett-Jay JL，Kittleson S，Sipols AJ，Zavosh A. Sucrose自我管理和大鼠中枢神经系统激活。 Am J Physiol。 2011; 300：R876-R884。 [PMC免费文章[考研]
• Figlewicz DP，Ioannou G，Bennett Jay J，Kittleson S，Savand C，Roth CL。 适量摄入甜味剂对大鼠代谢健康的影响。 生理与行为。 2009; 98：618–624。 [PMC免费文章[考研]
• Figlewicz DP，Sipols AJ。 能源监管信号和食品奖励。 药理学，生物化学和行为学。 2010; 97：15-24。 [PMC免费文章[考研]
• Frangioudakis G，Gyte AC，Loxham SJ，Poucher SM。 在插管Wistar大鼠中的静脉葡萄糖耐量试验：用于体内评估葡萄糖刺激的胰岛素分泌的稳健方法。 药理学与毒理学方法杂志。 2008; 57：106-113。 [考研]
• Hagan MM，Rushing PA，Pritchard LM，Schwartz MW，Strack AM，Van Der Ploeg LHT，Woods SC，Seeley RJ。 AgRP-（83-132）的长期促食欲效应涉及黑皮质素受体阻断以外的机制。 美国生理学杂志。 2000; 279：R47-R52。 [考研]
• Hahn TM，Breininger JF，Baskin DG，Schwartz MW。 Agrp和NPY在空腹活化下丘脑神经元中的共表达。 自然神经科学。 1998; 1：271-272。 [考研]
• Hodos W.进步比率作为奖励力量的衡量标准。 科学。 1961; 134：943-944。 [考研]
• Ikemoto S，Panksepp J.通过与奖赏相关的大脑区域的药理学操作在食欲和完成反应之间的分离。 行为神经科学。 1996; 110：331-345。 [考研]
• Jewett DC，Cleary J，Levine AS，Schaal DW，Thompson T.神经肽Y，胰岛素，2-脱氧葡萄糖和食物匮乏对食物动机行为的影响。 精神药理学。 1995; 120：267-271。 [考研]
• Kaushik S，Rodriguez-Navarro JA，Arias E，Kiffin R，Sahu S，Schwartz GJ，Cuervo AM，Singh R.自噬在下丘脑AgRP神经元中调节食物摄入和能量平衡。 细胞代谢。 2011; 14：173-183。 [PMC免费文章[考研]
• Kelley AE，Berridge KC。 自然奖励的神经科学：与成瘾药物的相关性。 神经科学杂志。 2002; 22：3306-3311。 [考研]
• Kelley SP，Nannini MA，Bratt AM，Hodge CW。 室旁核中的神经肽-Y增加乙醇自我给药。 肽。 2001; 22：515-522。 [PMC免费文章[考研]
• Kohli R，Boyd T，Lake K，Dietrich K，Nicholas L，Balistreri WF，Ebach D，Shashidkar H，Xanthakos SA。 儿童时期NASH的快速进展。 儿科胃肠病学与营养学杂志。 2010; 50：453-456。 [PMC免费文章[考研]
• Krashes MJ，Koda S，Ye CP，Rogan SC，Adams AC，Cusher DS，Maratos-Flier E，Roth BL，Lowell BB。 AgRP神经元的快速可逆激活驱动小鼠的摄食行为。 临床研究杂志。 2011; 121：1424-1428。 [PMC免费文章[考研]
• Mennella JA，Pepino MY，Reed DR。 苦味和甜蜜偏好的遗传和环境决定因素。 儿科。 2005; 115：216-222。 [PMC免费文章[考研]
• Myers KP，Sclafani A.学习风味偏好的发展。 发展心理生物学。 2006; 48：380-388。 [考研]
• 国家癌症研究所应用研究计划。 来自美国人口中添加糖的卡路里来源，2005-06。 更新了21十二月2010。 [访问21九月2011]; 2010可从以下位置获得： http://riskfactor.cancer.gov/diet/foodsources/added_sugars/
• Nixon JP，Zhang M，Wang CF，Kuskowski MA，Novak CM，Levine JA，Billington CJ，Kotz CM。 用于啮齿动物全身成分分析的定量磁共振成像系统的评估。 肥胖。 2010; 18：1652-1659。 [PMC免费文章[考研]
• Ogden CL，Carroll MD。 健康与营养科考试调查。 儿童和青少年肥胖的患病率：美国，趋势1963-1965至2007-2008。 [访问21九月2011];健康E-Stat。 2010 2010可从以下位置获得： http://www.cdc.gov/nchs/fastats/overwt.htm.
• Paxinos G，Watson C.大鼠脑中的立体定位坐标图谱。 5th。 加州圣地亚哥：Elsevier学术出版社; 2005。
• Richardson NR，Roberts DC。 大鼠药物自我给药研究中的进展比率表：评估增强效力的方法。 神经科学方法杂志。 1996; 66：1-11。 [考研]
• Roitman MF，Stuber GD，Phillips PE，Wightman RM，Carelli RM。 多巴胺作为食物寻求的亚秒级调节剂。 神经科学杂志。 2004; 24：1265-1271。 [考研]
• Rossi M，Kim M，Morgan D，Small C，Edwards C，Sunter D，Abusnana S，Goldstone A，Russell S，Stanley S，Smith D，Yagaloff K，Ghatei M，Bloom S.Agouti-的C末端片段相关蛋白增加摄食并拮抗体内α-黑素细胞刺激素的作用。 内分泌。 1998; 139：4428-4431。 [考研]
• Stanhope KL。 含果糖的糖在肥胖和代谢综合征流行病中的作用。 医学年度评论。 2012; 63：329-343。 [考研]
• Sturman DA，Mandell DR，Moghaddam B.青少年在外科学习和灭绝期间表现出与成人的行为差异。 行为神经科学。 2010; 124：16-25。 [PMC免费文章[考研]
• Tracy AL，Clegg DJ，Johnson JD，Davidson TL，Woods SC。 黑皮质素拮抗剂AgRP（83-132）增加对脂肪的反应，但不是碳水化合物增强剂。 药理学生物化学和行为学。 2008; 89：263-271。 [PMC免费文章[考研]
• Vartanian LR，Schwartz MB，Brownell KD。 软饮料消费对营养和健康的影响：系统评价和荟萃分析。 美国公共卫生杂志。 2007; 97：667-75。 [PMC免费文章[考研]