蔗糖摄入诱导快速AMPA受体贩运（2013）

J Neurosci。 作者手稿; 可在PMC Oct 3，2013中找到。
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抽象

糖等自然奖励影响突触传递和行为的机制在很大程度上尚未开发。 在这里，我们研究通过蔗糖摄入调节伏隔核突触。 以前的研究表明，AMPA受体运输是调节突触强度的主要机制 细胞/组织含有GluA1亚基的AMPA受体的运输通过涉及突触外和突触受体转运的两步机制进行。 我们报道在大鼠中，每天重复摄取25％蔗糖溶液，通过加入Ca，瞬时升高自发运动并增强伏隔核心突触。2+透性AMPA受体（CPAR），它们是含GluA1的，缺少GluA2的AMPA受体。 电生理，生化和定量电子显微镜研究表明，蔗糖训练（7天）诱导了稳定的（> 24小时）棘突内GluA1群体，并且在这些大鼠中，单个蔗糖刺激迅速（5分钟）但短暂地（<24小时）升高GluA1在突触外部位。 需要CPAR和多巴胺D1受体 in 在蔗糖摄取后体内升高的运动。 值得注意的是，每天摄入7％糖精（一种无热量甜味剂）的3天方案诱导突触GluA1，类似于25％蔗糖摄取。 Ť这些发现确定了以前描述的多步骤GluA1贩运 细胞/组织，作为突触传递的急性调节机制 体内 通过自然的感官奖励。 化学感应途径刺激了贩运，而这种途径不依赖于蔗糖的热值。

介绍

蔗糖过度消费是一个重大的公共卫生问题（胡和马利克，2010但是，自然，感官奖励如蔗糖调节突触传递以影响行为的机制尚不清楚。 伏隔核中的突触可塑性，是脑回报电路的组成部分（Sesack和Grace，2010），促进许多形式的动机行为，包括奖励学习（Day和Carelli，2007），对社会压力的反应（LaPlant等，2010）和成瘾病症（Luscher和Malenka，2011）。 重复的可卡因暴露导致伏隔核和腹侧被盖区（VTA）神经元的突触可塑性（Brebner等，2005; Grueter等，2010; Mameli等人，2009; Pascoli等，2012; Thomas等人，2001; Ungless等人，2001）。 一旦长期接触可卡因自我给药，然后延长停药，通过掺入Ca可以增强突触2+- 可渗透的，缺乏GluA2的AMPA型谷氨酸受体（CPARs），其信号传导介导可卡因渴望的孵化（康拉德等人，2008; McCutcheon等人，2011a）。 与可卡因类似，蔗糖等感官奖励强有力地提升伏隔核多巴胺（史密斯，2004），但是伏隔可塑性的感觉奖励诱导尚未被调查。

AMPA受体（AMPARs）是中枢神经系统兴奋性传播的主要介质，它们的运输有助于多种神经过程，包括学习和记忆 (Nedelescu等，2010; Rumpel等，2005; Whitlock等，2006）。 AMPAR由四个不同的亚基GluA1-4组成。 含有GluA2的AMPAR是Ca.2+- 组成性突触的不可渗透和交通，而GluA2缺乏受体（CPAR），主要是GluA1同源物，导致Ca2+ 并表现出内向纠正。 GluA1通过两步途径进行活性依赖性突触运输，其中cAMP依赖性蛋白激酶（PKA）和cGMP依赖性蛋白激酶II（cGKII）的Ser 845磷酸化促进质膜外突触间位点的受体积聚（Esteban等，2003; Serulle等，2007; Sun等人，2008; Sun等人，2005）。 在横向扩散到突触后，PKC磷酸化Ser 818可稳定突触内的AMPAR（Boehm等，2006），锚定到突触后密度（Ehlers等，2007; 哦等人，2006; Serulle等，2007）。 如2+/钙调蛋白依赖性蛋白激酶II（CaMKII）磷酸化Ser 567和Ser 831也有助于突触合并和突触外靶向（Lu等人，2010; 罗氏等人，1996）， 分别。 但是，目前尚不清楚是否 体内 CPAR的结合采用了所描述的这些快速，多步骤的机制 细胞/组织.

为了研究诸如蔗糖之类的感觉奖励调节伏隔奋体兴奋性突触的机制，我们采用了短暂的蔗糖摄取的范例并测量了伏隔核神经元中突触传递的变化。 我们观察到重复的蔗糖摄取通过掺入CPAR增强伏隔核突触，并且在蔗糖训练的动物中，单个蔗糖刺激足以诱导快速GluA1运输至突触外部位。 因为糖精（一种无热量的甜味剂）与蔗糖类似地诱导突触运输，所以贩运是对感觉而不是热量途径的反应。 此外，CPAR阻断阻止了蔗糖诱导的自发运动活动的升高 体内，进一步确定accumbens CPARs作为回应自然奖励的重要监管机构。

材料和方法

受试者和外科手术

受试者是雄性Sprague-Dawley大鼠（Taconic;行为实验），其在到达时称重150-300克和雌性E18怀孕的Sprague-Dawley大鼠（Taconic;细胞培养实验）。 将大鼠每笼饲养2用于12h / 12h光 - 暗循环的行为实验（在18：00处熄灯）并且可获得食物和水 随意 每时每刻。 所有实验程序均由纽约大学医学院机构动物护理和使用委员会批准，并根据“实验动物护理原理”（NIH公开号85-23）进行。

蔗糖训练和运动测量

将大鼠连续几天运送到3试验室，在其家笼中进行2 h /天。 在第四天，通过笼盖引入含有水或25％蔗糖的瓶子，持续5 min。 然后称量瓶子。 对于所有实验，在训练开始的1天内5 min进入期间，要求大鼠至少饮用3 g蔗糖，以包括在研究中; 事实上，所有大鼠都符合这一标准。 除去瓶子后，大鼠在运输回到动物设施之前保持在测试室中30 min。 在牺牲的那天，大鼠被CO无意识2用断头台断头，在冰上收集组织样品。 对于运动实验，将大鼠置于运动测量室（Accuscan，Columbus，OH）中，总共35-min。 在室中的15-min之后，通过室顶部引入带有珠塞的瓶子并稳定。 在5-min之后将瓶子从室顶部移除，并且在移除瓶子后将大鼠留在室中另外的15-min。 对于7连续几天，该过程相同地重复。 使用VersaMax系统（Accuscan，Columbus，OH）测量行进距离，该系统通过16×16红外光束网格监测动物活动，所述42×42红外光束从前到后从左到右穿过动物笼（30×100×12 cm） 。 有关光束状态的信息，以每秒3次的速率扫描，存储在磁盘上。 活性表示为在35 min会话期间2不同XNUMX-min箱中以cm为单位测量的走动距离（最终箱为XNUMX-min）。

糖精培训

为了比较蔗糖诱导的GluA1运输与糖精摄取的作用，将12成年雄性大鼠（250 g）在12小时光/暗循环中饲养在动物设施中。 然后通过运送到测试室使所有大鼠习惯于测试室，放置2小时，并运回动物设施。 在第4天（在3天适应之后），给大鼠接近含有水，蔗糖或糖精的瓶子。 使4大鼠接近含有搁置在笼子顶部的水的瓶子，其中壶嘴通过盖子突出到笼子中。 访问时间为5分钟，然后移除瓶子，并且在15分钟后，将另外几分钟的大鼠运送回动物设施。 使4大鼠获得25％蔗糖溶液，并使4大鼠获得3％糖精溶液（Sweet'n Low）。 测量消耗的流体体积。 在7天重复该过程。 在饮用的第7天，立即取出瓶子后，处死大鼠并收获伏隔核并通过蛋白质印迹探测GluA1水平。

心脏电生理学

如上所述在透明塑料笼中对大鼠进行蔗糖培养，并在第7天取出瓶后，用氯胺酮（100 mg / kg ip）和甲苯噻嗪（10 mg / kg ip）麻醉，并用冷盐水经心脏灌注（mEPSC实验）或立即斩首（整顿实验）。 将脑迅速移入人造脑脊液（ACSF）中，由以下组成（以mM计）：对于mEPSC实验：NaCl（118），KCl（2.5），CaCl2 （3），MgCl2 （1），NaHCO3 （26），NaH2PO4 （1），D-葡萄糖（10），渗透压调整至325 mOsm并通过95％O充气2/ 5％CO2 （pH 7.4）; 整流实验：75蔗糖，87 NaCl，2.5 KCl，1.25 NaH2PO4，0.5 CaCl2，7 MgCl2 6 H.2O，25 NaHCO3，10葡萄糖，用95％O鼓泡2 / 5％CO2 （pH 7.4）。 使用振动切片机（Leica，VT300S）在冰冷的ACSF中切割含有伏隔核的冠状切片（1200μm厚）并保持浸没在ACSF中（ACSF，在mM中：124 NaCl，2.5 KCl，1.25 NaH）2PO4，2.5 CaCl2，1.5 MgSO4 7H2O，26 NaHCO3，以及10份右旋糖）<30分钟； 然后在室温下于切片预培养箱中保存至少1小时，以便恢复。 对于mEPSC实验：然后将单个切片转移到记录室中，并在其中用TC32B在线溶液加热器和控制器（Warner Instruments，CT）将其浸入324°C的尼龙网中。 通过ACSF以2 ml / min的恒定速率连续灌注腔室。 在红外引导下，使用配备5405倍长工作距离水浸物镜的Olympus BX50WI立式显微镜，通过红外微分干涉对比视频显微镜（Hamamatsu C40）在视觉引导下识别出伏隔核核心区域的中棘神经元。 膜片电极（4–6MΩ）充满细胞内移液，其组成为（mM）：CsCl（145），HEPES（10），EGTA（0.5）和MgATP（5）。 用蔗糖将渗透压调节至290mOsm，并且用CsOH将pH调节至7.4。 使用Axopatch 10B放大器（Molecular Devices，CA）在双小分子（1μM）和河豚毒素（200μM）存在下记录微型兴奋性突触后电流（mEPSC），并由Digidata 1322A（Molecular Devices，CA）数字化。 进行整流实验：将切片转移到记录室中并灌注（2.0–2.5 ml min - 1）在33-35°C含氧化的ACSF，含有50μm印防己毒素以分离EPSCs。 使用IR-DIC视频显微镜，使用Multiclamp 700B放大器（Molecular Devices），在电压钳中从核心区域中型多刺神经元制备体细胞全细胞记录。 用细胞内溶液填充贴片移液管（4-6MΩ）（以mM计：125 Cs-葡萄糖酸盐，2 CsCl，5 TEA-Cl，4 Mg-ATP，0.3 GTP，10磷酸肌酸，10 HEPES，0.5 EGTA和3.5 QX） -314）。 数据在2 kHz下过滤，在10 kHz下数字化，并用Clampfit 10（Molecular Devices）分析。 用来自记录电极的小玻璃双极电极0.01-1 mm施加细胞外刺激（5-150 ms，0.2-0.05μA，0.5 Hz）。 在基线记录~10分钟后，将含有Naspm（200μM）的溶液灌注到浴中以进行10分钟。 在施用药物之前和之后，在-70，-50，-30，0，+ 20，+ 40和+ 60 mV的保持电位下测量EPSC振幅的变化。 整改指数（ir）通过校正反转势的任何潜在变化来计算，并根据以下等式计算： ir =（I - 70 / 70）/（I+40 / 40），在哪里 I - 70 和 I+40 是以-70 mV和+ 40 mV记录的EPSC幅度。

亚细胞分离和蛋白质印迹

如上所述在冰上收集伏隔核。 当核心和壳分别被解剖时，通过探测突触体部分的多巴胺β-羟化酶来确认分离，多巴胺β-羟化酶是轴突终止于壳而不是核心的酶（Sesack和Grace，2010）。 如前所述制备全细胞，突触体和PSD级分（乔丹等人，2004）。 将突触体沉淀重悬于200μl25mM Tris中，用1％Triton X-100，在4℃摇动30-min，并在微量离心机中以13,800×g离心15-min以沉淀PSD。 将含有粗PSD的沉淀重悬于含有25％SDS的2 mM Tris中。 如前所述，通过SDS-PAGE凝胶上的Western印迹分析级分（乔丹等人，2004）。 使用以下抗体：多巴胺β-羟化酶（1：1,000，Abcam），GluA1（1：1,000，Millipore），磷-SerX 845 GluA1（1：1,000，Millipore），GluA2（1：1,000，Millipore）和微管蛋白（1：10,000，Sigma）。

电子显微镜

在组织收获当天（蔗糖训练的第7天），将来自3测试组（水，蔗糖/水，蔗糖; 3大鼠/测试组）的大鼠置于运动测量室中用于15-min; 在15-min处，通过腔室顶部引入瓶子。 Water组中的大鼠接受水，ucrose组中的大鼠接受25％蔗糖，蔗糖/水组中的大鼠在25天消耗6％蔗糖，接受水。 用戊巴比妥（50 mg / kg ip）深度麻醉大鼠，并在第一次0.1-min期间以7.4 ml / min的速率用含有4％多聚甲醛和0.1％戊二醛的50 M磷酸盐缓冲液（pH 3）经心脏灌注，然后在随后的20-min的7 ml / min的比率。 制备组织用于后备免疫金（PEG）标记，并如前所述捕获图像（Nedelescu等，2010）。 免疫标记根据它们在不对称突触连接处相对于PSD的位置分类为“裂隙”，“靠近PSD”（在PSD的1 PSD宽度内），“在PSD”，“内部旋转”或“突触外膜”。每只动物，93突触都是来自伏隔核心的样本。 通过分析所有第一次93随机遇到的突触来确保随机采样，因为我们在网格中系统地扫描，然后汇集来自接受相同的死前治疗的三只动物中的每一只的相同数量的突触。 进行了两种类型的定量。 一种是通过计算在脊柱的离散功能区域发生的PEG颗粒的数量来评估GluR1-免疫反应性水平。 另一种是评估任何数量的PEG颗粒在PSD处标记的突触的比例。 基于早期的工作证明GluR1-PEG程序的特异性，即使是仅被1 PEG颗粒标记的突触也被认为是标记的（Nedelescu等，2010）。 通过单向ANOVA和计划的事后比较（Fisher's LSD）分析对GluR1免疫标记的比例和水平的治疗效果。 为了消除实验偏差，数据是三盲的：一名实验者进行蔗糖训练并在三个测试组中保存动物记录，第二个实验者创建电子显微照片并为每个显微照片分配新的字母数字代码并保持密码密封，另外三名实验人员扫描了显微照片并量化了PEG颗粒。 在PEG定量完成后，实验者召集以揭示每个显微照片的身份。

套管植入和颅内注射

使用颅内注射将Naspm和APV递送至伏隔核心。 对于插管植入，如前所述（Carr等，2010），用氯胺酮（100 mg / kg ip）和甲苯噻嗪（10 mg / kg ip）深度麻醉大鼠，术后用镇痛剂benamine（1 mg / kg皮下注射）注射。 在伏隔核中双侧立体定位植入两个26-量规导向插管（PlasticsOne，Roanoke，VA），坐标为前囟前面的1.6 mm; 2.9 mm位于矢状缝的侧面，尖端朝中线倾斜8°，5.6 mm朝向颅骨表面。 套管由牙科丙烯酸固定，并通过闭塞探针保持通畅。 对于颅内注射，将Naspm和APV溶液装入两个30 cm长度的PE-50管中，一端连接到充满蒸馏水的25-μlHamilton注射器，另一端连接到31-gauge注射器插管，延长2.0 mm超出植入指南。 将注射器安装在Harvard 2272微量注射泵的双支架上，该注射泵在0.5秒的时间内递送100μl注射体积。 完成注射后一分钟，从导向器中取出注射器套管，更换管心针，并将动物放入运动试验室进行蔗糖训练。 在动物处死后，分析低温脑切片的套管定位; 由于套管放置不当，2动物中的15被排除在研究之外。

统计分析

单因素方差分析随后进行Fisher事后检验，用于电子显微镜检查，免疫细胞化学和生物素化实验。 双尾学生t检验用于电生理学。 对于蔗糖过度活跃实验，使用双向ANOVA，然后进行Fisher事后检验。

成果

蔗糖摄取范例的表征

我们采用蔗糖摄取范例来研究自然，感官奖励对突触传递的影响（图1A）。 成年雄性大鼠连续三天被运送到试验室。 在第四天（训练的第一天），将大鼠置于运动测量室中。 在室中进行15分钟的自发活动测量后，将含有水（用于水动物）或25％蔗糖溶液（用于蔗糖动物）的瓶子通过室盖子中的孔引入测量室。 在5分钟后取出瓶子，并且在将动物放回家笼之前测量另外的15分钟的运动活动。 我们连续几天重复这个程序7。 在一些实验中，蔗糖训练扩展到8th 天。 这种短暂的，非偶然性的高度可口的解决方案使我们能够研究蔗糖摄入的急性和累积效应，因为动物在训练三天内在进入窗口期间可靠地吸收蔗糖（图1B）。 这些实验条件使得在摄入停止后立即比较测试组。 我们纳入研究的标准是，在训练开始后的三天内，大鼠在进入期间开始消耗至少一克蔗糖; 基于该标准，没有动物被排除在研究之外。

图1  

重复摄取蔗糖会引起自发运动的短暂升高。

我们观察到，在训练后的三天内，蔗糖动物消耗的蔗糖溶液明显多于水动物消耗的水（图1B）。 此外，虽然在训练日1-6上没有观察到自发运动的显着差异（数据未显示），但我们观察到在7天后去除瓶子后三分钟内，与水动物相比，蔗糖动物的总行进距离显着增加（图1D），这个差异也出现在8日（图1E）。 在任何测试日的瓶子引入之前的三分钟内，在水和蔗糖动物之间没有观察到总行进距离的差异（图1C），表明升高的运动是对蔗糖培养的大鼠特异性的蔗糖摄取的急性反应，而不是对运动室的条件反应。 为了与这种可能性保持一致，消耗的蔗糖量与总行进距离之间存在显着的正相关关系（图1F）。 在7训练天数之前或之后，蔗糖和水组之间的动物重量没有差异（数据未显示）。

蔗糖摄入诱导CPAR掺入

蔗糖训练导致最后训练日的运动短暂升高。 为了确定蔗糖摄取的这种后果是否伴随伏隔核（一种调节奖赏行为的区域）的电生理学变化，我们在第7天取出瓶后立即制备伏隔核切片并记录伏隔核的神经元（图2A）。 核心次区域涉及对奖励刺激的运动反应（Sesack和Grace，2010）。 我们发现，与水动物相比，蔗糖动物的伏隔核中自发微型兴奋性突触后电流（mEPSCs）的幅度和频率都显着增加（图2B）。 这表明反复摄入蔗糖可以正确调节伏隔核核心的突触传递。 为了确定CPAR掺入是否在蔗糖后的增强作用中起作用，我们通过测量不同膜电位下的EPSC来确定伏隔核心神经元的整流指数（数字2C，2D和2E）。 由于内源性多胺封闭，CPAR在去极化电位下向内纠正。 我们观察到来自蔗糖动物神经元的记录中的显着校正，如I / V关系中的非线性所示，与水动物相比（图2E），除整改指数显着增加外（图2F).

图2  

在反复摄取蔗糖后，伏隔核心突触被加强。

为了通过另一种方法确认CPAR水平的升高，我们在伏特中包含特定的CPAR阻断剂1-萘乙酰精胺（Naspm）后记录伏隔核心神经元。 我们发现Naspm显着降低了来自蔗糖神经元而不是水动物的记录中的EPSC振幅（图3A-C）。 此外，在Naspm处理后，来自蔗糖动物的神经元中的I / V关系变为线性，反映了蔗糖动物突触中CPAR的抑制，而在来自水动物的神经元中Naspm处理后未观察到对I / V关系的显着影响（数字3D）。 这些结果表明，重复的蔗糖摄取诱导CPAR在伏隔核的突触中的掺入。

图3  

蔗糖摄入引起Ca2 + - 可渗透的AMPA受体的掺入。

蔗糖摄入诱导GluA1运输

CPAR是缺乏GluA2 AMPA受体亚基的AMPA受体。 因此，CPAR的突触结合最常涉及GluA1亚基的突触活性依赖性运输（他等人，2009; Isaac等，2007; 刘和Zukin，2007; Plant等，2006）。 为了确认蔗糖培养后的CPAR突触掺入，我们研究了蔗糖摄取是否增加GluA1的突触表达。 如上所述，对于7连续天，给大鼠获得蔗糖。 在1，3，5和7天，我们分离了来自三个脑区的全细胞，突触体和突触后密度（PSD）部分：伏隔核（核心），伏隔核（壳）和躯体感觉皮层（皮质）。 我们通过Western印迹分析了全细胞和PSD级分，以表达GluA1和GluA2。

我们发现在检测的测试日中，伏隔核裂解物的全细胞部分中GluA1或GluA2没有变化，这表明反复摄入蔗糖并不能调节这些蛋白质的总体水平（图4A-C）。 然而，在伏安分数PSD分数中，GluA1在核心的第7天显着增加而在壳中没有显着增加，而GluA2在任一部分中均没有显着变化（数字4D-4F 和数据未显示）。 我们观察到前一个测试日伏隔核心PSD组分中GluA1没有显着增加（数字4D-F）和GluA1或GluA2在任何测试日的皮质PSD组分中没有变化（数据未显示）。 如上所述，在重复摄取蔗糖后，伏隔核心PSD中GluA1，尤其是相对于GluA2的增加与伏隔核心神经元中观察到的增加的整流一致。

图4  

蔗糖摄取后伏隔核中的突触后密度GluA1，但不是GluA2，增加。

活动依赖性GluA1贩运已被证明有助于突触可塑性 细胞/组织 并且 体内 (Lu和Roche，2011）。 已经证明了GluA1贩运的快速，多步骤机制 细胞/组织 (Serulle等，2007; Sun等人，2008; Sun等人，2005）。 然而，到目前为止，这种多步骤机制对GluA1突触积累的贡献 体内 尚未经过测试。 为了确定蔗糖训练是否通过多步骤机制急性诱导GluA1运输，我们通过定量电子显微镜将GluA1定位于蔗糖和水训练动物的伏隔核突触。 在3测试组的大鼠的蔗糖训练的第七天收获伏隔核心组织。 这些是大鼠：1消耗水7天（水），2）消耗蔗糖7天（蔗糖），3消耗蔗糖6天和水消耗7天（蔗糖/水）。 将大鼠在7上处死th 一天，消耗蔗糖或水后5分钟。 因此，将两个测试组（蔗糖/水和蔗糖动物）彼此和水动物的比较揭示了蔗糖培养的大鼠中蔗糖消耗诱导的突触后变化的时间尺度。 我们测量了1不同突触后区室中的后置免疫金（PEG）标记的GluA5：树突棘细胞溶质（intraspinous），突触外质膜（膜），PSD，PSD附近和突触间隙，最后三个区室被组合在一起作为'PSD '（图5A）。 为了消除实验者的偏见，电子显微照片测试组的身份是三盲的。

图5  

电子显微镜显示通过蔗糖摄取诱导多步GluA1运输。

与水动物相比，蔗糖和蔗糖/水动物均显示出显着升高的肌内GluA1（图5B和5C）。 这表明慢性蔗糖消耗增加了突触位点附近的含GluA1的AMPA受体的细胞内库，这些受体可能容易用于突触运输，并且重要的是，这种细胞内库可以在最终消耗蔗糖后持续24小时。 。 然后，我们探讨了急性蔗糖刺激是否可以诱导快速GluA1运输的重要问题。 我们观察到与蔗糖/水和水动物相比，蔗糖动物的突触外质膜GluA1显着增加（图5B和5D）。 该观察结果表明，由单一蔗糖刺激提供的自然的口感奖励可以迅速（<5分钟）但短暂地（衰减时间<24小时）提高含GluA1的AMPA受体的突触外群体，从而形成不稳定的受体池。可能会进入突触。

显著， 细胞/组织 研究表明，AMPA受体的突触掺入发生在2步骤中。 首先，谷氨酸或多巴胺依赖性Ser 845磷酸化提高了质膜外突触后位点的受体水平（Esteban等，2003; Serulle等，2007; Sun等人，2008; Sun等人，2005），在第二，Ser 818磷酸化促进突触结合（Boehm等，2006）。 我们对蔗糖动物与蔗糖/水和水动物的电子显微镜比较表明观察到GluA1运输的第一步 细胞/组织 (Makino和Malinow，2009），也发生快速贩运到突触外膜 体内 在提供感官奖励之后。

与上述电生理学和生物化学结果一致，PEG EM证明蔗糖摄入也诱导GluA1运输GluA1受体进入突触的第二步，因为与水大鼠相比，蔗糖的PSD的GluA1免疫反应性水平显着更高，与水大鼠相比，蔗糖/水中GluA1的增加趋势（数字5B和5E）。 蔗糖/水动物的增加与GluA1的快速掺入一致，所述GluA24以~1 hr的突触半衰期衰变，或者在相似的时间段内通过突触GluA1 / 2快速掺入GluA1和替代。 与水大鼠相比，蔗糖大鼠中表达GluAXNUMX的突触的百分比在蔗糖大鼠中也显着更高（图5F），表明GluA1交易到了以前缺乏GluA1的突触。 这也表明，在蔗糖大鼠中观察到的mEPSC振幅的增加是由于突触的GluA1的增加而引起的，而尽管不能排除谷氨酸释放的增强作用，但mEPSC频率的增加可能是由于将GluA1募集到以前的沉默伏隔突触而引起的。 我们还测量了三个测试组中每个组的突触数量，以确定蔗糖摄入是否诱导了突触形成。 三个测试组之间没有差异（数据未显示）。 我们得出的结论是，反复摄入蔗糖会升高稳定的（> 24小时）棘突内GluA1池，对受过蔗糖训练的大鼠（6天）进行单次蔗糖刺激足以迅速（5分钟）升高突触外质膜中的GluA1。从棘突池吸收受体。 我们建议这些突触外受体的一部分稳定地纳入PSD，导致观察到的整流指数和PSD GluA1的变化，然后在刺激后24小时内突触外池恢复到基线。 这些结果表明，自然奖赏可以在训练有素的动物中急性诱导GluA1快速运输。

蔗糖摄取后升高的运动需要CPAR活性

中型多刺神经元接受多巴胺能和谷氨酸能输入（Calabresi等，1992）。 为了评估谷氨酸信号传导参与我们在蔗糖培养的大鼠中摄取蔗糖后观察到的升高的自发运动，我们将套管植入大鼠的伏隔核中，并如上所述在运动测量室中训练动物。 在蔗糖训练的第8天，我们在放入运动试验室之前将Naspm显微注射到核心中。 注射减少了蔗糖动物的总行进距离，并消除了除去瓶子后立即看到的蔗糖和水动物之间的差异（图6A）。 为了证实处理动物引起的压力没有影响蔗糖反应，我们在第二天（蔗糖培养的9天）将盐水注入核心; 去除瓶后，立即在蔗糖动物中观察到显着的多动症（图6B）。 这表明Naspm特异性地抑制了蔗糖诱导的运动升高。 在接下来的几天中将NMDAR拮抗剂APV注射到核心中也消除了蔗糖和水动物之间的差异（图6C），证明NMDARs也是蔗糖摄入后自发运动升高所必需的。 为了确定对测试室的条件反应是否在多动诱导中发挥作用，将动物放置在室中35 min而不引入瓶子; 在蔗糖和水动物之间没有观察到行进距离的差异（图6D）。 Naspm和APV不影响蔗糖消耗（图6E），证明强力摄入蔗糖不需要核心CPAR和NMDAR。 其中插管没有放入伏隔核（2动物中的15）的动物，如牺牲后的评估（图6F），未包括在研究中。 总之，这些数据一起证明，蔗糖培养的大鼠对蔗糖的消耗在1分钟内诱导GluA5的突触运输，并且阻断控制该运输的信号传导机制阻止了蔗糖后自发运动活性的升高。

图6  

蔗糖摄取后升高的自发运动需要CPAR和NMDAR。

可以设想用于蔗糖信号传导的两种途径。 一种是严格的化学感应或感觉途径，由蔗糖与甜味受体结合引发，其对应于异源G蛋白偶联受体复合物T1R2 / T2R3（Kitagawa等，2001; Max等人，2001; Nelson等，2001; Sainz等人，2001）。 富含卡路里的营养素也可通过独立于味道的代谢途径调节脑功能，但机制尚不清楚（de Araujo等，2008）。 为了区分由蔗糖诱导的GluA1转运途径的这两种替代方案，我们用三组大鼠（4大鼠/组）重复训练方案，给予5分钟获取含有水，25％蔗糖溶液的瓶子。 ，或3％糖精（甜和低）。 取出瓶子，使大鼠在训练笼中保持15分钟更长时间。 7天重复训练。 蔗糖和糖精试验组消耗的液体体积彼此没有显着差异，两者均大于水组的消耗量，与两种甜味物质的回报一致（图7A）。 在饮用的第7天，立即取出瓶子后，处死大鼠，收集伏隔核心组织并合并每个测试组，分离PSD级分并通过Western印迹探测GluA1水平（图7B）。 与以前一样，食用蔗糖的动物在PSD组分中相对于水组显示升高的GluA1（图7C）。 值得注意的是，GluA1在消耗糖精的动物的PSD部分中也升高。 来自水，蔗糖和糖精动物的伏隔核的全细胞部分中GluA1的水平没有显着差异，表明GluA1增加是突触部分特异性的（图7D）。 因为糖精刺激与蔗糖相同的异聚G蛋白偶联味觉受体复合物（Masuda等，2012; Nelson等，2001），但缺乏热量值，我们得出结论，甜味受体的刺激足以启动信号，提高伏隔核核突触的GluA1水平。

图7  

糖精训练诱导突触GluA1的增加类似于蔗糖训练。

讨论

我们已经证明，通过前面描述的多步骤运输机制，一种感官奖励，重复的蔗糖消耗，可以急性诱导GluA1突触结合。 细胞/组织. 相对于6-7天的重复蔗糖消耗通过插入CPAR在电生理学上增强了伏隔核心突触。 这种效应伴随着GluA1的积累而不是核心的PSD中的GluA2，并且在区域和时间上是特异性的，因为在训练日7之前没有观察到变化，并且在伏隔核中没有观察到变化。躯体感觉皮层。 电子显微镜分析显示，重复蔗糖摄取提高了相对稳定（t1/2 > 24小时）的棘突内含GluA1受体。 蔗糖也迅速（5分钟）和短暂（t1/2 小于24小时）在受蔗糖训练的动物中突触外位点的含GluA1受体的水平升高，增加了能够横向扩散到突触中的AMPAR的数量。 与水生动物相比，蔗糖中的突触GluA1（以PSD分数代表）和PEG-EM检测均显着增加。 从这些结果，我们提出突触外胞吐作用的两步机制，然后针对AMPAR突触插入进行突触运输 细胞/组织 (Boehm等，2006; Makino和Malinow，2009; 哦等人，2006; Serulle等，2007; Sun等人，2005）可以迅速启动 体内 通过自然的，或感官的奖励。

仅在1训练期后观察到突触GluA7水平的变化，表明增强需要数天的过程。 在生化实验中 体内在蔗糖培养的1，1和3天，我们没有观察到伏隔核心PSD GluA5水平的显着增加; 仅在7天蔗糖培养后，PSD中的GluA1显着升高。 在电子显微镜实验中，我们观察到蔗糖/水动物已经过6天的蔗糖培养，但在24小时内没有接受蔗糖刺激，表现出PSD GluA1增加的趋势。 与水动物相比，这些动物也表现出升高的intraspinous GluA1，但没有观察到突触外膜GluA1的变化。 从这些结果我们得出三个结论。 首先，含有GluA1的AMPA受体在连续的蔗糖刺激下在内部积累。 鉴于先前的研究已经证明蔗糖摄取会导致伏隔核中的多巴胺释放（Cacciapaglia等，2012; McCutcheon等人，2012; 拉达等人，2005），D1R可以在树突中驱动局部GluA1翻译（Smith等人，2005），蔗糖摄入后多巴胺释放可能引发局部GluA1合成，导致内部GluA1积累。 或者，内部增加可以反映从远端部位运输GluA1。 从这个升高的柱内池中的胞吐运输可能有助于质膜中的突触外池。 其次，观察到蔗糖中突触外膜GluA1的增加，而蔗糖/水或水中的动物没有增加，这表明突触外受体通过第二步进入突触或在蔗糖消耗后在24小时内内吞，使得突触外突起。 第三，蔗糖动物PSD GluA1与水动物相比，而不是蔗糖/水动物的升高也表明，在每次蔗糖刺激后，受体从被迅速贩运到突触外质膜的受体库中横向移动到突触中。 我们不能排除GluA1直接从intraspinous池到突触的流量。 然而，鉴于显示GluA1被插入突触的研究，这样的路径似乎不太可能（Boehm等，2006; Makino和Malinow，2009; 哦等人，2006; Serulle等，2007; Sun等人，2005）。 这些发现首次证明了GluA1贩运的时程（<5分钟）和观察到的途径 细胞/组织 也观察到了 体内。 此外，我们的结果表明，重复的奖励刺激通过提高能够被贩运的内部受体库来改变突触增强的能力。

因为糖精类似于蔗糖诱导GluA1运输，所以不需要蔗糖的热量含量。 糖精刺激与蔗糖相同的甜味受体T1R2 / T2R3 (Masuda等，2012; Nelson等，2001），s该受体的激活可能引发GluA1掺入MSN突触。 蔗糖提升VTA神经元伏隔核中多巴胺的释放（Cacciapaglia等，2012; McCutcheon等人，2012; 拉达等人，2005）l前往GluA1表面交易。 因此，将甜味受体与VTA联系起来的途径可能是这里研究的可塑性的核心。

蔗糖摄入后快速GluA1的运输可能在调节自发运动中发挥作用。 实际上，在蔗糖培养的动物中，CPAR的抑制在蔗糖摄取后立即阻止了自发运动活性的升高。 连续几天测量的蔗糖消耗后大鼠行进的总距离仅在训练第7天蔗糖消耗后立即显着升高3 min。 在训练的第3天开始观察蔗糖后立即增加活性，但直到第7天才显着不同。 该活性过程与伏隔核核心树突中GluA1积累的时间过程相关。 增加的运动是CPAR运输到伏隔核心中的MSN突触的功能性结果，因为Naspm注射到核心中抑制了活性的增加。 通过NMDA受体抑制剂预防升高的运动表明，通过NMDA受体以及CPAR的谷氨酸信号传导对于提高运动活性是必需的。 然而，蔗糖摄入不受谷氨酸信号传导阻断的影响，与以前的研究一致，证明伏隔核心参与了与感官奖励相关的运动反应的编排，而不是消费本身（史密斯，2004）。 据报道，在一个与众不同的环境中喂食每日膳食的动物的条件活动过度的发展过程中，也有类似的发展过度运动的时间过程（Matthews等人，1996）。 然而，如果本发明的反应是由背景和蔗糖配对引起的条件活动过度，那么它将先于蔗糖递送，这是未观察到的。 受试者可能正在展示探索性唤醒。 需要进一步的实验来区分蔗糖摄取后升高的运动是否是一种运动致敏或其他行为形式的探索唤醒。 在任何情况下，自发运动的升高都需要谷氨酸信号传导，并且至少部分地由伏隔核心中CPAR的掺入引起。

蔗糖摄取后增加的自发活动可能直接来自伏隔核心突触的观察增强，因为直接基底神经节通路的输出增加通过抑制丘脑运动促进运动（Sesack和Grace，2010）。 Ť他增强的突触最有可能存在于表达D1R的直接通路伏核心神经元上。 如果D1R活性在强烈的多巴胺释放后诱导将含GluA1的AMPAR运输到这些神经元中的突触，则会导致直接途径神经元突触的增强。 由此产生的增强会增加直接通路神经元对基底神经节输出核的抑制性预测的活性，从而抑制运动丘脑和促进运动皮层活动（Gerfen和Surmeier，2011; Kravitz等，2010; Sesack和Grace，2010）。 在重复蔗糖摄取后观察到的突触增强可能特异性地发生在直接途径神经元中，因为通过D1受体起作用的多巴胺可以诱导GluA1 S845磷酸化，导致表面运输。

许多研究已经研究了重复刺激可卡因然后停药的效果，这种治疗对奖励系统功能产生了深远影响，并最终导致可卡因致敏，其特征是运动对可卡因的反应升高，药物渴望和复发 (Kalivas等，1998). 对于5-10天重复IP注射可卡因然后停药导致表面含GluA14的AMPA受体的2天数逐渐增加 (Boudreau等，2007; Kourrich等，2007). 然而，在45自我给药后10天停药后，在大鼠MSN中观察到整流指数大幅增加。 (McCutcheon等人，2011b) 表明CPAR增加。 因此，在蔗糖摄入，当前工作和可卡因自我管理之后，已观察到CPAR贩运，尽管处于非常不同的处理条件下. 由于可卡因自我给药或注射（例如，在5分钟后）的直接后果尚不清楚，因此无法将可卡因作用直接与当前的蔗糖作用进行比较。 同样地，在蔗糖训练停止后，或者如果这些动物在长时间停药后显示出蔗糖致敏作用，则不知道CPAR是否在蔗糖培养的动物的MSN突触中持续存在。

了解有效的刺激如何调节伏隔的可塑性和行为对于解决成瘾，食欲过盛，病态赌博和其他行为障碍至关重要（Basar等，2010; Berridge，2009; Luscher和Malenka，2011）。 糖过量消耗导致肥胖流行（胡和马利克，2010），虽然可能与药物滥用相似（Avena等，2008），其机制尚未得到广泛探索。 目前的研究结果确定了奖励诱导可塑性的基本要素，未来的研究可以从中解决复杂行为的调节问题，可能为面对奖励相关的病症提供新的途径。

致谢

我们感谢Ziff实验室过去和现在的成员提供的技术帮助和有益的讨论，包括H. Girma，L。Lee和Drs。 B. Fernholz，B。Jordan，W。Lu，G。Rameau，S。Restituito和Y. Serulle。 这项工作得到了美国国家心理健康研究所博士后奖学金F31MH76617-01和美国国立神经疾病与中风研究所（EBZ）的纽约大学神经科学训练计划（DST）的NIH培训补助金5T32DC000063，R01NS061920的支持，1R21MH091445-国家心理健康研究所和妇女健康研究办公室的01，饮食疾病研究的克拉曼家庭基金会补助金计划，纽约大学的研究挑战基金和P30EY13079（CA），美国药物滥用研究所补助金DA003956和NARSAD的独立研究者奖（KDC），美国国家耳聋与其他沟通障碍研究所向RCF授予DC009635，并由纽约大学Langone医学中心在成瘾卓越中心提供种子基金。

脚注

利益冲突：作者声明没有竞争性的经济利益。

参考资料

  1. Avena NM，Rada P，Hoebel BG。 糖成瘾的证据：间歇性，过量糖摄入的行为和神经化学效应。 Neurosci Biobehav Rev. 2008; 32：20-39。 [PMC免费文章[考研]
  2. Basar K，Sesia T，Groenewegen H，Steinbusch HW，Visser-Vandewalle V，Temel Y. Nucleus accumbens and impulsivity。 Prog Neurobiol。 2010; 92：533-557。 [考研]
  3. Berridge KC。 “喜欢”和“想要”食物的奖励：大脑的底物和饮食失调中的作用。 生理与行为。 2009; 97：537–550。 [PMC免费文章[考研]
  4. Boehm J，Kang MG，Johnson RC，Esteban J，Huganir RL，Malinow R.LTP期间AMPA受体的突触掺入由GluR1上的PKC磷酸化位点控制。 神经元。 2006; 51：213-225。 [考研]
  5. Boudreau AC，Reimers JM，Milovanovic M，Wolf ME。 大鼠伏核中的细胞表面AMPA受体在可卡因戒断期间增加，但在可卡因激发后内化，与促分裂原活化蛋白激酶的激活改变有关。 J Neurosci。 2007; 27：10621-10635。 [PMC免费文章[考研]
  6. Brebner K，Wong TP，Liu L，Liu Y，Campsall P，Gray S，Phelps L，Phillips AG，​​Wang YT。 伏隔核长期抑郁和行为致敏的表达。 科学。 2005; 310：1340-1343。 [考研]
  7. Cacciapaglia F，Saddoris MP，Wightman RM，Carelli RM。 伏隔核和壳核中的差异多巴胺释放动力学跟踪蔗糖的目标导向行为的不同方面。 神经药理学2012 [PMC免费文章[考研]
  8. Calabresi P，Maj R，Pisani A，Mercuri NB，Bernardi G.纹状体长期突触抑制：生理和药理学表征。 J Neurosci。 1992; 12：4224-4233。 [考研]
  9. Carr KD，Chau LS，Cabeza de Vaca S，Gustafson K，Stouffer M，Tukey DS，Restituito S，Ziff EB。 在伏隔核中D-1多巴胺受体刺激下游的AMPA受体亚单位GluR1介导食物限制大鼠中药物奖赏量的增加。 神经科学。 2010; 165：1074-1086。 [PMC免费文章[考研]
  10. Conrad KL，Tseng KY，Uejima JL，Reimers JM，Heng LJ，Shaham Y，Marinelli M，Wolf ME。 伏隔核的形成缺乏AMPA受体的GluR2介导可卡因渴望的孵育。 性质。 2008; 454：118-121。 [PMC免费文章[考研]
  11. Day JJ，Carelli RM。 伏隔核和巴甫洛夫奖励学习。 神经学家。 2007; 13：148-159。 [PMC免费文章[考研]
  12. de Araujo IE，Oliveira-Maia AJ，Sotnikova TD，Gainetdinov RR，Caron MG，Nicolelis MA，Simon SA。 没有味觉受体信号的食物奖励。 神经元。 2008; 57：930-941。 [考研]
  13. Ehlers MD，Heine M，Groc L，Lee MC，Choquet D.通过输入特异性突触活动扩散GluR1 AMPA受体的捕获。 神经元。 2007; 54：447-460。 [PMC免费文章[考研]
  14. Esteban JA，Shi SH，Wilson C，Nuriya M，Huganir RL，Malinow R.PKA磷酸化AMPA受体亚基控制突触运输潜在的可塑性。 Nat Neurosci。 2003; 6：136-143。 [考研]
  15. Gerfen CR，Surmeier DJ。 多巴胺调节纹状体投射系统。 神经科学年度回顾。 2011; 34：441-466。 [PMC免费文章[考研]
  16. Grueter BA，Brasnjo G，Malenka RC。 突触后TRPV1触发伏隔核中细胞类型特异性的长期抑制。 自然神经科学。 2010; 13：1519-1525。 [PMC免费文章[考研]
  17. He K，Song L，Cummings LW，Goldman J，Huganir RL，Lee HK。 通过GluR2-S1磷酸化在Perisynaptic位点稳定Ca845 + - 可渗透的AMPA受体。 Proc Natl Acad Sci US A. 2009; 106：20033-20038。 [PMC免费文章[考研]
  18. 胡FB，马利克VS。 含糖饮料和肥胖和2型糖尿病的风险：流行病学证据。 生理与行为。 2010; 100：47–54。 [PMC免费文章[考研]
  19. Isaac JT，Ashby MC，McBain CJ。 GluR2亚基在AMPA受体功能和突触可塑性中的作用。 神经元。 2007; 54：859-871。 [考研]
  20. Jordan BA，Fernholz BD，Boussac M，Xu C，Grigorean G，Ziff EB，Neubert TA。 识别和验证新型啮齿动物突触后密度蛋白。 Mol细胞蛋白质组学。 2004; 3：857-871。 [考研]
  21. Kalivas PW，Pierce RC，Cornish J，Sorg BA。 致敏在可卡因成瘾的渴望和复发中的作用。 J Pharmacol。 1998; 12：49-53。 [考研]
  22. Kitagawa M，Kusakabe Y，Miura H，Ninomiya Y，Hino A.用于甜味的候选受体基因的分子遗传鉴定。 生化和生物物理研究通讯。 2001; 283：236-242。 [考研]
  23. Kourrich S，Rothwell PE，Klug JR，Thomas MJ。 可卡因经验控制伏隔核中的双向突触可塑性。 J Neurosci。 2007; 27：7921-7928。 [考研]
  24. Kravitz AV，Freeze BS，Parker PR，Kay K，Thwin MT，Deisseroth K，Kreitzer AC。 通过基底神经节电路的光遗传学控制调节帕金森病运动行为。 性质。 2010; 466：622-626。 [PMC免费文章[考研]
  25. LaPlant Q，Vialou V，Covington HE，3rd，Dumitriu D，Feng J，Warren BL，Maze I，Dietz DM，Watts EL，Iniguez SD，et al。 Dnmt3a调节伏隔核中的情绪行为和脊柱可塑性。 Nat Neurosci。 2010; 13：1137-1143。 [PMC免费文章[考研]
  26. 刘思杰，Zukin RS。 Ca2 +渗透性AMPA受体在突触可塑性和神经元死亡中的作用。 神经科学的趋势。 2007; 30：126-134。 [考研]
  27. Lu W，Isozaki K，Roche KW，Nicoll RA。 AMPA受体的突触靶向由GluA1的第一个细胞内环中的CaMKII位点调节。 Proc Natl Acad Sci US A. 2010; 107：22266-22271。 [PMC免费文章[考研]
  28. Lu W，Roche KW。 AMPA受体运输和功能的翻译后调节。 神经生物学当前的观点2011 [PMC免费文章[考研]
  29. Luscher C，Malenka RC。 吸毒成瘾的突触可塑性：从分子变化到电路重塑。 神经元。 2011; 69：650-663。 [PMC免费文章[考研]
  30. Makino H，Malinow R. AMPA受体在LTP期间并入突触：横向运动和胞吐作用。 神经元。 2009; 64：381-390。 [PMC免费文章[考研]
  31. Mameli M，Halbout B，Creton C，Engblom D，Parkitna JR，Spanagel R，Luscher C.可卡因诱发的突触可塑性：VTA中的持久性触发了NAc的适应性。 Nat Neurosci。 2009; 12：1036-1041。 [考研]
  32. Masuda K，Koizumi A，Nakajima K，Tanaka T，Abe K，Misaka T，Ishiguro M.人类甜味受体和低分子量甜味化合物之间结合模式的表征。 PloS一个。 2012; 7：e35380。 [PMC免费文章[考研]
  33. Matthews K，Wilkinson LS，Robbins TW。 怀孕前大鼠的反复母系分离减弱了成年期对原发性和条件性激励的行为反应。 生理行为。 1996; 59：99-107。 [考研]
  34. Max M，Shanker YG，Huang L，Rong M，Liu Z，Campagne F，Weinstein H，Damak S，Margolskee RF。 编码新的候选味觉受体的Tas1r3是甜味反应性基因座Sac的等位基因。 自然遗传学。 2001; 28：58-63。 [考研]
  35. McCutcheon JE，Beeler JA，Roitman MF。 与糖精预测线索相比，蔗糖预测线索引起更大的相位多巴胺释放。 突触。 2012; 66：346-351。 [PMC免费文章[考研]
  36. McCutcheon JE，Wang X，Tseng KY，Wolf ME，Marinelli M.钙可渗透的AMPA受体在长期从可卡因自我给药中撤出后存在于伏隔核突触中，但不是实验者给予的可卡因。 神经科学杂志：神经科学学会的官方期刊。 2011a; 31：5737-5743。 [PMC免费文章[考研]
  37. McCutcheon JE，L​​oweth JA，Ford KA，Marinelli M，Wolf ME，Tseng KY。 第I组mGluR激活通过蛋白激酶C依赖性机制逆转可卡因诱导的钙可透过的AMPA受体在accumbenssynapses核中的积累。 J Neurosci。 2011b; 31：14536-14541。 [PMC免费文章[考研]
  38. Nedelescu H，Kelso CM，Lazaro-Munoz G，Purpura M，Cain CK，Ledoux JE，Aoki C.内源性GluR1含有的AMPA受体在恐惧记忆形成的早期阶段转移到外侧杏仁核的不对称突触：电子显微镜免疫细胞化学研究。 比较神经病学杂志。 2010; 518：4723-4739。 [PMC免费文章[考研]
  39. Nelson G，Hoon MA，Chandrashekar J，Zhang Y，Ryba NJ，Zuker CS。 哺乳动物甜味受体。 细胞。 2001; 106：381-390。 [考研]
  40. 哦MC，Derkach VA，Guire ES，Soderling TR。 由GluR1丝氨酸845磷酸化调节的突触外膜运输引发AMPA受体长期增强。 J Biol Chem。 2006; 281：752-758。 [考研]
  41. Pascoli V，Turiault M，Luscher C.可卡因诱发的突触增强的逆转重置药物诱导的适应行为。 性质。 2012; 481：71-75。 [考研]
  42. 植物K，Pelkey KA，Bortolotto ZA，Morita D，Terashima A，McBain CJ，Collingridge GL，Isaac JT。 在海马长期增强期间瞬时掺入缺乏天然GluR2的AMPA受体。 Nat Neurosci。 2006; 9：602-604。 [考研]
  43. Rada P，Avena NM，Hoebel BG。 每日对糖的暴食反复释放伏隔核壳中的多巴胺。 神经科学。 2005; 134：737-744。 [考研]
  44. Roche KW，O'Brien RJ，Mammen AL，Bernhardt J，Huganir RL。 表征AMPA受体GluR1亚基上的多个磷酸化位点。 神经元。 1996; 16：1179-1188。 [考研]
  45. Rumpel S，LeDoux J，Zador A，Malinow R.突触后受体贩运是一种联想学习的形式。 科学。 2005; 308：83-88。 [考研]
  46. Sainz E，Korley JN，Battey JF，Sullivan SL。 鉴定推定的味觉受体T1R家族的新成员。 神经化学杂志。 2001; 77：896-903。 [考研]
  47. Serulle Y，Zhang S，Ninan I，Puzzo D，McCarthy M，Khatri L，Arancio O，Ziff EB。 GluR1-cGKII相互作用调节AMPA受体运输。 神经元。 2007; 56：670-688。 [PMC免费文章[考研]
  48. Sesack SR，Grace AA。 Cortico-Basal Ganglia奖励网络：微电路。 神经精神药理学：美国神经精神药理学院的官方出版物。 2010; 35：27-47。 [PMC免费文章[考研]
  49. 史密斯GP。 Accumbens dopamine介导蔗糖诱导刺激的有益效果。 食欲。 2004; 43：11-13。 [考研]
  50. Smith WB，Starck SR，Roberts RW，Schuman EM。 局部蛋白质合成的多巴胺能刺激增强了GluR1的表面表达和海马神经元中的突触传递。 神经元。 2005; 45：765-779。 [考研]
  51. Sun X，Milovanovic M，Zhao Y，Wolf ME。 急性和慢性多巴胺受体刺激调节与前额皮质神经元共培养的伏核神经元中的AMPA受体运输。 神经科学杂志：神经科学学会的官方期刊。 2008; 28：4216-4230。 [PMC免费文章[考研]
  52. 孙X，赵,,狼狼。 多巴胺受体刺激调节前额叶皮层神经元中的AMPA受体突触插入。 J Neurosci。 2005; 25：7342-7351。 [考研]
  53. Thomas MJ，Beurrier C，Bonci A，Malenka RC。 伏核中的长期抑郁症：行为致敏与可卡因的神经相关性。 Nat Neurosci。 2001; 4：1217-1223。 [考研]
  54. Ungless MA，Whistler JL，Malenka RC，Bonci A.体内单一可卡因暴露诱导多巴胺神经元的长期增强。 性质。 2001; 411：583-587。 [考研]
  55. Whitlock JR，Heynen AJ，Shuler MG，Bear MF。 学习诱导海马的长期增强。 科学。 2006; 313：1093-1097。 [考研]