Pengingesan Sucrose Mengimbas Semula Transponder Receptor AMPA (2013)

J Neurosci. Manuskrip penulis; boleh didapati di PMC Okt 3, 2013.
Diterbitkan dalam bentuk akhir yang diedit sebagai:
Versi terakhir artikel yang diedit penerbit ini tersedia secara percuma di J Neurosci
Lihat artikel lain di PMC itu memetik artikel yang diterbitkan.

Abstrak

Mekanisme di mana ganjaran semulajadi seperti gula menjejaskan penghantaran dan tingkah laku sinaptik sebahagian besarnya tidak diterokai. Di sini, kita menyiasat peraturan nukleus synumbens accapens oleh pengambilan sukrosa. Kajian terdahulu telah menunjukkan bahawa pemerdagangan reseptor AMPA adalah satu mekanisme utama untuk mengawal kekuatan sinaptik, dan itu vitro, pemerdagangan reseptor AMPA yang mengandungi subunit GluA1 dilakukan oleh mekanisme dua langkah yang melibatkan pengangkutan reseptor ekstrasynaptik dan kemudian sinaptik. Kami melaporkan bahawa pada tikus, mengulangi pengambilan harian penyelesaian 25% sucrose secara transiently peningkatan pergerakan spontan dan sinapten teras accaptens yang berpotensi melalui penggabungan Ca2+reseptor AMPA yang boleh ditembusi (CPAR), yang mengandungi reseptor AMPA yang kekurangan GluA1, dan kekurangan GluA2. Kajian mikroskopi elektrofisiologi, biokimia dan kuantitatif menunjukkan bahawa latihan sukrosa (7 hari) mendorong populasi GluA24 intraspinous yang stabil (> 1 jam), dan bahawa pada tikus ini satu rangsangan sukrosa tunggal cepat (5 min) tetapi secara sementara (<24 jam) meningkat GluA1 di laman web extrasynaptic. Reseptor CPAR dan dopamin D1 diperlukan in vivo untuk pergerakan tinggi selepas pengambilan sukrosa. Secara ketara, protokol 7 hari pengambilan harian larutan 3% sakarin, pemanis bukan kalori, yang dicetuskan oleh GluA1 synaptic sama dengan 25% sucrose ingestion. Tpenemuan ini mengenal pasti pemerdagangan GluA1 pelbagai langkah, sebelum ini diterangkan vitro, sebagai mekanisme pengawalan sinaptik akut dalam vivo oleh ganjaran orenensori semulajadi. Pemerdagangan manusia dirangsang oleh laluan chemosensory yang tidak bergantung kepada nilai kalori sukrosa.

Pengenalan

Penggunaan terlalu banyak alkohol adalah masalah kesihatan awam yang penting (Hu dan Malik, 2010), tetapi mekanisme yang mana ganjaran orosensor semulajadi seperti sukrosa mengawal penghantaran sinaptik untuk mempengaruhi kelakuan tidak diketahui. Plastik synaptik dalam nukleus accumbens, komponen integral litar ganjaran otak (Sesack dan Grace, 2010), menyumbang kepada pelbagai bentuk tingkah laku motivasi, termasuk pembelajaran ganjaran (Hari dan Carelli, 2007), respons kepada tekanan sosial (LaPlant et al., 2010), dan patologi ketagihan (Luscher dan Malenka, 2011). Pendedahan kokain berulang menyebabkan plastisitas sinaptik di neuron akuma dan kawasan tegar ventral (VTA) (Brebner et al., 2005; Grueter et al., 2010; Mameli et al., 2009; Pascoli et al., 2012; Thomas et al., 2001; Ungless et al., 2001). Apabila pemeriksaan diri kokain diperluas dilanjutkan dengan pengeluaran yang berpanjangan, sinapsis berpotensi melalui penggabungan Ca2+-permeable, GluA2-kurang jenis reseptor glutamat AMPA (CPAR), yang memberi isyarat pengintipan pengambilan keinginan kokain (Conrad et al., 2008; McCutcheon et al., 2011a). Sama seperti kokain, ganjaran orosensory seperti sucrose dengan kuat meningkatkan accumbens dopamin (Smith, 2004), tetapi induksi ganjaran orosensory accumbens plasticity belum disiasat.

Reseptor AMPA (AMPARs) adalah mediator utama sistem penghantaran saraf pusat saraf, dan pengedaran mereka menyumbang kepada pelbagai proses saraf, termasuk pembelajaran dan ingatan (Nedelescu et al., 2010; Rumpel et al., 2005; Whitlock et al., 2006). AMPARs terdiri daripada empat subunit yang berbeza, GluA1-4. AMPARs yang mengandungi GluA2 adalah Ca2+-mengatasi dan lalu lintas secara konstitusional untuk sinaps, sementara GluA2-kurang reseptors (CPARs), yang kebanyakannya homomers GluA1, menjalankan Ca2+ dan memperlihatkan pembetulan ke dalam. GluA1 menjalani penyelarasan sinaptik yang bergantung kepada aktiviti dengan dua langkah langkah di mana phosphorylation Ser 845 oleh protein kinase (PKA) yang bergantung kepada cAMP dan kinase II protein (CGKII) yang bergantung kepada cGMP menggalakkan pengumpulan reseptor di tapak ekstrasynaptik dalam membran plasma (Esteban et al., 2003; Serulle et al., 2007; Sun et al., 2008; Sun et al., 2005). Selepas penyebaran sisi ke sinaps, fosforilasi Ser 818 oleh PKC menstabilkan AMPARs dalam sinaps (Boehm et al., 2006), berlabuh ke kepadatan postsynaptik (Ehlers et al., 2007; Oh et al., 2006; Serulle et al., 2007). Ca2+/ phosphorylation protein kinase II (CaMKII) yang bergantung kepada kalmodulin (CaMKII) Ser 567 dan Ser 831 juga menyumbang kepada penambahan sinaptik dan penargetan extrasynaptic (Lu et al., 2010; Roche et al., 1996) masing-masing. Walau bagaimanapun, ia tidak diketahui sama ada dalam vivo penggabungan CPAR menggunakan mekanisme pelbagai langkah yang diterangkan vitro.

Untuk menyiasat mekanisme yang mana ganjaran orosensor seperti sukrosa mengawal sinapsik akrab accumbens, kami telah menggunakan paradigma pengambilan sukrosa ringkas dan perubahan yang diukur dalam penghantaran sinaptik dalam accuens neurons. Kami mengamati pengambilan sukrosa berulang potentiates synapens synapses melalui penggabungan CPARs, dan bahawa dalam haiwan yang terlatih sukrosa, satu rangsangan sukrosa tunggal cukup untuk mendorong perdagangan GluA1 yang cepat ke tapak extrasnaptic. Kerana sakarin, pemanis bukan kalori, penyeludupan sinaptik yang disebabkan oleh sukrosa, pemerdagangan adalah tindak balas kepada orosensori dan bukannya laluan kalori. Tambahan pula, sekatan CPAR menghalang peningkatan daya tarikan sukrosa dari aktiviti locomotor spontan dalam vivo, mengenal pasti lagi CPARs sebagai pengawal selia yang penting terhadap tanggapan terhadap ganjaran semula jadi.

Bahan dan Kaedah

Subjek dan prosedur pembedahan

Subjek adalah tikus Sprague-Dawley lelaki (eksperimen tingkah laku Taconic) dengan berat 150-300 gram pada ketibaan dan wanita E18 hamil Sprague-Dawley tikus (Taconic; eksperimen budaya sel). Tikus telah ditempatkan 2 per kandang untuk eksperimen tingkah laku pada siklus cahaya gelap 12h / 12h (lampu keluar di 18: 00) dan mempunyai akses ke makanan dan air iklan libitum pada setiap masa. Semua prosedur percubaan telah diluluskan oleh Jawatankuasa Penjagaan dan Penggunaan Haiwan Institusi Sekolah Perubatan Universiti New York dan telah dilaksanakan mengikut "Prinsip Penjagaan Haiwan Makmal" (nombor penerbitan NIH 85-23).

Latihan penyucian dan pengukuran locomotor

Tikus diangkut ke ruang ujian 3 hari berturut-turut untuk 2 h / hari di kandang rumah mereka. Pada hari keempat botol mengandungi air atau sukrosa 25% diperkenalkan melalui penutup sangkar untuk min 5. Botol kemudian ditimbang. Untuk semua eksperimen, tikus dikehendaki minum sekurang-kurangnya 1 g sukrosa semasa akses min 5 dalam hari latihan 3 yang akan dimasukkan dalam kajian itu; sebenarnya, semua tikus memenuhi kriteria ini. Selepas pembuangan botol, tikus kekal di dalam bilik ujian untuk min 30 sebelum dibawa pulang ke kemudahan binatang. Pada hari pengorbanan, tikus menjadi tidak sedarkan diri oleh CO2, dipenggal oleh guillotine, dan sampel tisu dikumpulkan di atas ais. Untuk eksperimen locomotor, tikus diletakkan di dalam bilik pengukuran locomotor (Accuscan, Columbus, OH) untuk jumlah 35-min. Selepas 15-min di ruang, botol dengan penyumbat bead diperkenalkan melalui bahagian atas ruang dan menstabilkan. Botol dikeluarkan dari bahagian atas ruang selepas 5-min, dan tikus-tikus kekal di dalam ruang untuk tambahan 15-min selepas pembuangan botol. Prosedur ini diulangi secara identik untuk 7 hari berturut-turut. Jarak perjalanan diukur menggunakan Sistem VersaMax (Accuscan, Columbus, OH), yang memantau aktiviti haiwan melalui grid rasuk sinar inframerah 16 × 16 yang melintasi depan kandang haiwan (42 × 42 × 30 cm) ke belakang dan ke kiri ke kanan . Maklumat tentang status balok, diimbas pada kadar 100 kali sesaat, disimpan pada cakera. Aktiviti dinyatakan sebagai jarak ambulatori yang diukur dalam cm semasa 12 berbeza tong 3-min dalam sesi min 35 (bin terakhir adalah 2-min).

Latihan Saccharin

Untuk membandingkan penyeludupan yang disebabkan oleh sukrosa GluA1 dengan kesan pemakanan sakarin, 12 tikus jantan dewasa (250 g) ditempatkan di kemudahan haiwan pada siklus cahaya / gelap jam 12. Semua tikus kemudiannya dibiasakan ke bilik ujian dengan diangkut ke bilik ujian, ditinggalkan untuk jam 2, dan diangkut kembali ke kemudahan haiwan. Satu hari 4th (selepas hari pembiakan 3), tikus diberi botol akses yang mengandungi, air, sukrosa, atau sacarin. Tikus 4 diberi akses kepada botol yang mengandungi air yang terletak di atas sangkar dengan spout yang menonjol ke dalam sangkar melalui tudung. Masa capaian adalah minit 5, maka botol itu dikeluarkan, dan selepas 15 minit tik tikus tambahan dihantar ke kemudahan haiwan. Tikus 4 diberi akses kepada larutan 25% sucrose dan tikus 4 diberi akses kepada penyelesaian saccharin 3% (Sweet'n Low). Jumlah cecair yang digunakan diukur. Prosedur ini diulangi untuk hari 7. Pada hari minum 7th, segera selepas pembuangan botol, tikus telah dikorbankan dan kenaikan teras dituai dan tahap GluA1 disiasat oleh kutu Barat.

Elektrofisiologi

Tikus adalah sukrosa yang dilatih seperti yang dijelaskan di atas dalam sangkar plastik yang jelas dan selepas pengangkut botol pada hari 7, dibiakkan dengan ketamin (100 mg / kg ip) dan xylazine (10 mg / kg ip) dan transcardially perfused dengan saline sejuk (eksperimen mEPSC) atau dipenggal segera (eksperimen pembetulan). Otak dengan cepat dikeluarkan ke dalam cecair cerebrospinal buatan (ACSF) yang terdiri daripada berikut (dalam mM): untuk eksperimen mEPSC: NaCl (118), KCl (2.5), CaCl2 (3), MgCl2 (1), NaHCO3 (26), NaH2PO4 (1), D-glukosa (10), osmolariti diselaraskan kepada 325 mOsm dan diudar oleh 95% O2/ 5% CO2 (pH 7.4); untuk eksperimen pembetulan: 75 sucrose, 87 NaCl, 2.5 KCl, 1.25 NaH2PO4, 0.5 CaCl2, 7 MgCl2 6 H2O, 25 NaHCO3, Dextrose 10, bubbled dengan 95% O2 / 5% CO2 (pH 7.4). Kepingan coronal (tebal 300μm) yang mengandungi nukleus accumben dipotong ACSF yang sejuk dengan menggunakan vibrotome (Leica, VT1200S) dan terus terendam dalam ACSF (ACSF, dalam mM: 124 NaCl, 2.5 KCl, 1.25 NaH2PO4, 2.5 CaCl2, 1.5 MgSO4 7H2O, 26 NaHCO3, dan 10 dekstrosa) selama <30 min; kemudian disimpan dalam pra-inkubator irisan pada suhu bilik sekurang-kurangnya 1 jam untuk membolehkan pemulihan. Untuk eksperimen mEPSC: sepotong tunggal kemudian dipindahkan ke ruang rakaman di mana ia ditenggelamkan oleh jaring nilon pada 32 ° C dengan pemanas dan pengawal larutan sebaris TC324B (Warner Instruments, CT). Ruang terus disempurnakan oleh ACSF pada kadar tetap 2 ml / min. Neuron berduri sederhana dari kawasan inti nukleus accumbens dikenal pasti di bawah panduan visual menggunakan mikroskop video kontras inframerah-perbezaan (Hamamatsu C5405) dengan mikroskop tegak Olympus BX50WI yang dilengkapi dengan objektif rendaman air jarak kerja 40x. Elektrod tambalan (4-6 MΩ) diisi dengan larutan pipet intraselular yang terdiri daripada (dalam mM): CsCl (145), HEPES (10), EGTA (0.5), dan MgATP (5). Osmolariti disesuaikan ke 290 mOsm dengan sukrosa, dan pH disesuaikan menjadi 7.4 dengan CsOH. Arus pasca-sinaptik rangsangan miniatur (mEPSCs) direkodkan dengan adanya bicuculline (10μM) dan tetrodotoxin (1μM) menggunakan penguat Axopatch 200B (Molecular Devices, CA) dan didigitalkan oleh Digidata 1322A (Molecular Devices, CA). Untuk percubaan pembetulan: kepingan dipindahkan ke ruang rakaman dan disempurnakan (2.0-2.5 ml min-1) dengan ACSF dioksida di 33-35 ° C yang mengandungi Picrotoxin 50 μm untuk mengasingkan EPSCs. Rekod sel somatik seluruhnya dibuat daripada neuron berkilat sederhana dalam rantau inti dalam pengapit voltan dengan penguat Multiclamp 700B (Peranti Molekul) menggunakan mikroskop video IR-DIC. Patch pipet (4-6 MΩ) dipenuhi dengan larutan intraselular (dalam mM: 125 Cs-gluconate, 2 CsCl, 5 TEA-Cl, 4 Mg-ATP, 0.3 GTP, phosphocreatine 10, 10 HEPES, 0.5 EGTA dan 3.5 QX -314). Data telah ditapis pada 2 kHz, didigitalkan pada 10 kHz, dan dianalisis dengan Clampfit 10 (Peranti Molekul). Rangsangan Extracellular (0.01-1 ms, 5-150 μA, 0.2 Hz) telah digunakan dengan elektrod bipolar 0.05-0.5 kaca kecil dari elektrod rakaman. Selepas ~ 10 min rakaman asas, larutan yang mengandungi Naspm (200 μM) diratakan ke dalam mandi untuk min 10. Perubahan dalam amplitud EPSC diukur sebelum dan selepas aplikasi dadah memegang potensi -70, -50, -30, 0, + 20, + 40 dan + 60 mV. Indeks pembetulan (ir) dikira dengan membetulkan sebarang perubahan potensi dalam potensi pembalikan dan dikira daripada persamaan berikut: ir = (I-70 / 70) / (I+40 / 40), di mana I-70 and I+40 adalah amplitud EPSC yang direkodkan pada -70 mV dan + 40 mV, masing-masing.

Fraksinasi subselular dan pembengkakan Barat

Accumbens dikumpulkan di atas ais seperti yang diterangkan di atas. Apabila teras dan cangkang dibahagikan secara terpisah, pemisahan telah disahkan dengan meneliti pecahan sinaptosom untuk dopamin β-hidroksilase, enzim yang terdapat di terminal axons ke shell tetapi bukan teras (Sesack dan Grace, 2010). Sel-sel sel, synaptosome, dan pecahan PSD disediakan seperti yang diterangkan sebelum ini (Jordan et al., 2004). Pelet Synaptosomal telah dilancarkan semula dalam 200 μl 25 mM Tris dengan 1% Triton X-100, digerakkan pada 4 ° C untuk 30-min, dan disentrifugasi pada 13,800 × g untuk 15-min dalam microcentrifuge untuk pelet PSDs. Pelet yang mengandungi PSD mentah telah dilancarkan semula dalam 25 mM Tris dengan 2% SDS. Fraksi dianalisis oleh blot Barat pada gel SDS-PAGE seperti yang diterangkan sebelum ini (Jordan et al., 2004). Antibodi berikut digunakan: dopamine β-hydroxylase (1: 1,000, Abcam), GluA1 (1: 1,000, Millipore), phosphor-Ser 845 GluA1 (1: 1,000, Millipore) (2: 1, Sigma).

Mikroskop elektron

Pada hari penuaian tisu (latihan 7 hari sukrosa), tikus dari kumpulan ujian 3 (Air, Sucrose / Water, Sucrose, tikus 3 / kumpulan ujian) diletakkan di dalam bilik pengukuran locomotor untuk 15-min; pada botol 15-min diperkenalkan melalui bahagian atas ruang. Tikus dalam kumpulan Air menerima air, tikus dalam kumpulan ucrose menerima 25% sucrose, tikus dalam kumpulan Sucrose / Air, yang telah menggunakan 25% sucrose untuk hari 6, menerima air. Tikus telah sangat dibiakkan dengan Nembutal (50 mg / kg ip) dan transcardially perfused dengan 0.1 M fosfat buffer (pH 7.4) yang mengandungi 4% paraformaldehyde dan 0.1% glutaraldehid pada kadar 50 ml / min semasa 3-min pertama, kemudian pada kadar 20 ml / min untuk 7-min yang berjaya. Tisu disediakan untuk pelabelan immunogold (PEG) dan imej yang ditangkap seperti yang diterangkan sebelum ini (Nedelescu et al., 2010). Imunolabels dikategorikan mengikut kedudukan mereka berbanding JPA pada persimpangan sinaptik asimetri sebagai "celah," "berhampiran JPA" (dalam julat XDUMX JPA dari JPA), "di JPA," "intraspinous," atau "membran ekstrasynaptik." setiap haiwan, sinaps 1 adalah sampel dari teras akusatif. Pensampelan secara rawak dipastikan dengan menganalisis semua sinaps acak 93 pertama yang dihadapi sewaktu kita melancarkan secara sistematik ke grid, kemudian menyusun jumlah sinapsinya yang sama dari masing-masing tiga haiwan yang mendapat rawatan antik mortem yang serupa. Dua jenis kuantifikasi dilakukan. Satu adalah untuk menilai tahap GluR93-immunoreactivity, dengan mengalikan jumlah zarah PEG yang berlaku pada domain fungsi diskrit tulang belakang. Yang satu lagi adalah untuk menilai perkadaran sinaps yang dilabelkan di JPA oleh mana-mana bilangan zarah PEG. Malah sinaps yang dilabelkan hanya dengan zarah 1 PEG dianggap berlabel, berdasarkan kerja awal yang memperlihatkan kekhususan prosedur GluR1-PEG (Nedelescu et al., 2010). Kesan rawatan pada proporsi dan tahap GluR1-immunolabeling dianalisis oleh ANOVA sehala dengan perbandingan post hoc yang dirancangkan (Fisher's LSD). Untuk menghapuskan kecenderungan eksperimen, data tersebut telah dibutakan tiga kali ganda: satu eksperimen menjalankan latihan sukrosa dan menyimpan rekod haiwan dalam tiga kumpulan ujian, pengeksperimen kedua mencipta mikrograf elektron dan memberikan kod alfanumerik baru kepada setiap mikrograf dan menyimpan kod yang dimeteraikan , dan tiga eksperimen tambahan mengimbas mikrograf dan zarah PEG yang dikuantifikasi. Selepas pengkuantuman PEG selesai, eksperimenter berkumpul untuk mendedahkan identiti masing-masing mikrograf.

Cannula implantasi dan suntikan intrakranial

Suntikan intrakranial digunakan untuk menyampaikan Naspm dan APV kepada teras akusatif. Untuk implantasi kannula, seperti yang diterangkan sebelum ini (Carr et al., 2010), tikus sangat dibius dengan ketamin (100 mg / kg ip) dan xylazine (10 mg / kg ip) dan disuntik selepas operasi dengan benamine analgesik (1 mg / kg subkutaneus). Tikus telah stereotaxically ditanam dengan dua panduan 26-gauge cannulae (PlasticsOne, Roanoke, VA) bilateral di teras accumbens dengan koordinat: 1.6 mm anterior untuk bregma; 2.9 mm lateral ke jahitan sagittal, petua 8 ° ke arah tengah, 5.6 mm ventral ke permukaan tengkorak. Cannulae telah diadakan oleh akrilik gigi dan patensi dikekalkan dengan stylet oklusi. Untuk suntikan intrakranial, penyelesaian Naspm dan APV telah dimasukkan ke dalam dua tiub 30 tiub PE-50 yang dilampirkan pada satu hujung ke suntikan Hamilton 25-μl yang diisi dengan air suling dan pada hujung yang lain untuk 31-gauge penyuntik cannulae, yang dilanjutkan 2.0 mm di luar panduan yang ditanamkan. Pakar jarum telah dipasang pada pemegang kembar pam jarung mikroditer Harvard 2272 yang memberikan jumlah suntikan μl 0.5 selama tempoh 100 sec. Satu minit selepas selesai suntikan, cannula penyuntik dikeluarkan dari panduan, stylet digantikan, dan haiwan dimasukkan ke dalam bilik pengujian locomotor untuk latihan sukrosa. Berikutan pengorbanan haiwan, bahagian-bahagian otak kriogenik dianalisis untuk penyebaran cannula; 2 daripada haiwan 15 dikecualikan daripada kajian kerana penempatan kannula yang tidak betul.

Analisis statistik

Satu arah ANOVA diikuti dengan ujian Fisher hoc digunakan untuk mikroskopi elektron, immunocytochemistry dan eksperimen biotinilasi. Ujian t pelajar dua ekor digunakan untuk elektrofisiologi. Untuk eksperimen hyperactivity sukrosa, ANOVA dua hala digunakan, diikuti dengan ujian Post hoc Fisher.

KEPUTUSAN

Pencirian paradigma pengambilan sukrosa

Kami menggunakan paradigma pengambilan sucrose untuk menyiasat kesan ganjaran orosensori semulajadi pada penghantaran sinaptik (Rajah 1A). Tikus dewasa dewasa diangkut ke bilik ujian selama tiga hari berturut-turut. Pada hari keempat (hari pertama latihan), tikus diletakkan di dalam ruang pengukuran locomotor. Selepas minit 15 pengukuran aktiviti locomotor di dalam ruang, botol yang mengandungi sama ada air (untuk haiwan Air) atau larutan sukrosa 25% (untuk haiwan Sucrose) diperkenalkan ke dalam bilik pengukuran melalui lubang di tudung ruang. Botol dikeluarkan selepas minit 5 dan aktiviti locomotor diukur untuk tambahan 15 minit sebelum haiwan dikembalikan ke sangkar rumah. Kami mengulangi prosedur ini untuk 7 hari berturut-turut. Dalam sesetengah eksperimen, latihan sukrosa dilanjutkan kepada 8th hari. Akses ringkas dan bukan kontingen kepada penyelesaian yang sangat enak membolehkan kami menyiasat kesan akut dan kumulatif pengambilan sukrosa, sebagai haiwan yang boleh dipercayai dengan sukrosa secara bersungguh-sungguh semasa jendela akses dalam tempoh tiga hari latihan (Rajah 1B). Keadaan eksperimen ini membolehkan perbandingan kumpulan ujian dengan serta-merta berikutan pemberhentian pengingesan. Kriteria kami untuk dimasukkan dalam kajian ini adalah bahawa tikus mula mengambil sekurang-kurangnya satu gram sukrosa semasa tempoh akses dalam tempoh tiga hari dari permulaan latihan; tiada haiwan dikecualikan daripada kajian berdasarkan kriteria ini.

Rajah 1  

Pengambilan sukrosa berulang menyebabkan ketinggian spontan bergerak.

Kami melihat bahawa dalam masa tiga hari latihan, haiwan Sucrose mengkonsumsi lebih banyak larutan sukrosa lebih banyak daripada air yang dikonsumsi haiwan air (Rajah 1B). Di samping itu, tidak ada perbezaan yang signifikan dalam pergerakan spontan yang diperhatikan pada hari-hari latihan 1-6 (data tidak ditunjukkan), kami mengamati ketinggian jarak yang ketara yang dilalui dalam haiwan Sucrose berbanding hewan Air dalam tiga minit selepas pemindahan botol pada hari 7 (Rajah 1D), dan perbezaan ini juga berlaku pada hari 8 (Rajah 1E). Tidak ada perbezaan dalam jumlah jarak perjalanan yang diperhatikan antara Air dan Sucrose haiwan dalam tiga minit sebelum pengenalan botol pada mana-mana hari ujian (Rajah 1C), mencadangkan lokomotif tinggi adalah tindak balas yang akut terhadap pengambilan sukrosa khusus kepada tikus yang dilatih sukrosa, bukannya tindak balas yang terkondisi terhadap ruang locomotor. Selaras dengan kemungkinan ini, terdapat korelasi positif yang signifikan antara jumlah sukrosa yang digunakan dan jumlah jarak perjalanan (Rajah 1F). Tidak ada perbezaan berat binatang antara kumpulan Sucrose dan Air sebelum atau selepas latihan 7 (data tidak ditunjukkan).

Pengambilan kutu menyebabkan penggabungan CPAR

Latihan sapuan membawa kepada peningkatan lokomotif pada hari latihan akhir. Untuk menentukan sama ada kesan penyerapan sukrosa ini disertai dengan perubahan elektrofesiologi dalam nukleus accumbens, sebuah wilayah yang mengawal tingkah laku ganjaran, kami menyiapkan nukleus akut dengan iris serta-merta selepas penyingkiran botol pada hari 7 dan direkodkan dari neuron teras accumbensRajah 2A). Bahagian sub-teras telah terlibat dalam tindak balas locomotor untuk memberi ganjaran (Sesack dan Grace, 2010). Kami dapati bahawa kedua-dua amplitud dan frekuensi spektrum kecil pasang surut pasang surut (mEPSCs) jauh lebih tinggi dalam teras akrab haiwan Sucrose berbanding dengan Air haiwan (Rajah 2B). Ini menunjukkan bahawa pengambilan sukrosa berulang positif dapat mengawal penghantaran sinaptik dalam teras inti teras. Untuk menentukan sama ada penggabungan CPAR memainkan peranan dalam potentiation selepas sukrosa, kami menentukan indeks pembetulan untuk mengakui neuron teras dengan mengukur EPSC pada potensi membran yang berbeza (Angka 2C, 2D dan 2E). CPAR adalah membetulkan secara mendalam pada potensi depolariasi kerana sekatan poliamina endogen. Kami mengamati pembetulan yang ketara dalam rakaman daripada neuron haiwan Sucrose, seperti yang ditunjukkan oleh ketiadaan dalam hubungan I / V, berbanding dengan haiwan Air (Rajah 2E), sebagai tambahan kepada peningkatan ketara dalam indeks pembetulan (Rajah 2F).

Rajah 2  

Accumbens sinapsis teras dikurangkan selepas pengambilan sucrose berulang.

Untuk mengesahkan ketinggian tahap CPAR dengan kaedah lain, kami mencatatkan dari kejutan neuron teras selepas memasukkan pemekat CPAR khusus, sperma 1-Naphthylacetyl (Naspm) dalam mandi. Kami mendapati bahawa Naspm berkurangan amplitud EPSC dalam rakaman daripada neuron dari Sucrose tetapi bukan Air haiwan (Angka 3A-C). Selain itu, selepas rawatan Naspm, hubungan I / V dalam neuron daripada haiwan Sucrose menjadi linear, mencerminkan perencatan CPAR dalam sinaps haiwan Sucrose, sementara tiada kesan yang signifikan terhadap hubungan I / V diperhatikan selepas rawatan Naspm di neuron dari Air haiwan (Angka 3D). Keputusan ini menunjukkan bahawa pengambilan sukrosa berulang mendorong penggabungan CPAR dalam sinaps teras teras.

Rajah 3  

Pengambilan kutu menyebabkan penyatuan Ca2 + reseptor AMPA yang dapat dipulihkan.

Pengambilan kutu menyebabkan pengedaran GluA1

CPAR adalah reseptor AMPA yang kekurangan subunit reseptor GluA2 AMPA. Oleh itu, penggabungan sinaran CPAR yang paling sering melibatkan penyeludupan aktiviti yang bersifat sinaptik daripada subunit GluA1 (He et al., 2009; Isaac et al., 2007; Liu dan Zukin, 2007; Plant et al., 2006). Untuk mengesahkan penggabungan sinaptik CPAR berikutan latihan sukrosa, kami menyiasat sama ada pengambilan sukrosa meningkatkan ekspresi sinapsik GluA1. Tikus diberi akses kepada sukrosa seperti yang dijelaskan di atas untuk 7 hari berturut-turut. Pada hari-hari 1, 3, 5, dan 7, kami mengasingkan semua pecahan sel, synaptosome dan postsynaptic (PSD) dari tiga kawasan otak: menimbulkan inti (inti), accumbens shell (shell) dan somatosensory korteks (korteks). Kami menganalisis seluruh sel dan jujukan PSD oleh blot Barat untuk ungkapan GluA1 dan GluA2.

Kami mendapati tiada perubahan dalam GluA1 atau GluA2 dalam semua pecahan sel accumbens lysates pada hari ujian yang diperiksa, mencadangkan pengambilan sukrosa berulang tidak mengawal paras keseluruhan protein ini (Angka 4A-C). Di dalam pecahan JPA, bagaimanapun, GluA1 meningkat dengan ketara pada hari 7 di inti tetapi tidak di dalam shell manakala GluA2 tidak berubah dengan ketara sama ada dalam pecahan (Angka 4D-4F dan data tidak dipaparkan). Kami memerhatikan tiada peningkatan yang ketara dalam GluA1 dalam pecahan jujukan teras PSD pada hari ujian terdahulu (Angka 4D-F) dan GluA1 atau GluA2 tidak berubah dalam pecahan PSD korteks pada mana-mana hari ujian (data tidak ditunjukkan). Peningkatan GluA1, terutamanya berbanding dengan GluA2, dalam pengakuan JPA teras selepas pengambilan sukrosa berulang adalah selaras dengan penambahbaikan yang meningkat yang dilihat dalam accumbens neurons teras, seperti yang diterangkan di atas.

Rajah 4  

Kepadatan postsynaptic GluA1, tetapi bukan GluA2, meningkat dalam inti teras accumbens selepas pengambilan sukrosa.

Pemerdagangan GluA1 yang bergantung kepada aktiviti telah ditunjukkan untuk menyumbang keplastikan sinaptik vitro dan juga dalam vivo (Lu dan Roche, 2011). Mekanisme pesat, pelbagai langkah untuk memperdagangkan GluA1 telah ditunjukkan vitro (Serulle et al., 2007; Sun et al., 2008; Sun et al., 2005). Setakat ini, bagaimanapun, sumbangan mekanisme pelbagai langkah ini kepada pengumpulan synaptic GluA1 dalam vivo belum diuji. Untuk menentukan sama ada latihan sukrosa mendorong pengambilan GluA1 secara akut oleh mekanisme multistep, kami melumpuhkan GluA1 pada nukleus yang menimbulkan sinapsis sukrosa dan haiwan terlatih air oleh mikroskop elektron kuantitatif. Tisu teras Accumben dituai pada hari ketujuh latihan sukrosa dari kumpulan ujian 3 tikus. Ini adalah tikus yang: 1) memakan air untuk 7 days (Water), 2) menggunakan sukrosa untuk 7 hari (Sucrose), dan 3) yang dimakan sukrosa untuk hari 6 dan air pada hari 7 (Sucrose / Water). Tikus telah dikorbankan di 7th hari, minit 5 berikutan pengambilan sukrosa atau air. Oleh itu, perbandingan dua kumpulan ujian, Sucrose / Water dan Sucrose haiwan, antara satu sama lain dan kepada haiwan Air mendedahkan skala masa perubahan postsynaptic yang disebabkan oleh penggunaan sukrosa dalam tikus yang dilatih sukrosa. Kami mengukur GluA1 yang dilabel immunogold (PEG) yang dilabelkan GluA5 dalam kompartemen postsynaptic yang berbeza: XDUMX spine cytosol (intraspinous), membran plasma extrasynaptic, JPA, berhampiran JPA, dan celah sinaptik, dengan tiga petak terakhir yang dikumpulkan bersama sebagai 'JPA '(Rajah 5A). Untuk menghapus kecenderungan pengetua, identiti kumpulan ujian mikrograf elektron adalah buta tiga.

Rajah 5  

Mikroskop elektron mendedahkan induksi pelbagai langkah GluA1 pemerdagangan oleh pengambilan sukrosa.

Kedua-dua Sucrose dan Sucrose / Air haiwan menunjukkan ketinggian intraplus GluA1 dengan ketara kepada haiwan Air (Rajah 5B dan 5C). Ini menunjukkan bahawa penggunaan sukrosa kronik meningkatkan kolam intraselular daripada reseptor AMPA yang mengandungi GluA1 yang bersebelahan dengan tapak sinaptik, reseptor yang mungkin sedia untuk penyeludupan sinaptik, dan, pentingnya, kolam intraselular ini dapat berterusan untuk jam 24 berikutan penggunaan akhir sukrosa . Kami kemudian meneroka persoalan penting sama ada rangsangan sukrosa akut dapat mendorong perdagangan GluA1 yang pesat. Kami melihat bahawa membran plasma extrasynaptic GluA1 telah meningkat dengan ketara dalam haiwan Sucrose berbanding kedua-dua Sucrose / Air dan Air haiwan (Angka 5B dan 5D). Pemerhatian ini menunjukkan bahawa ganjaran semula jadi, orosensori yang diberikan oleh satu rangsangan sukrosa dapat dengan cepat (<5 min) tetapi secara sementara (masa pereputan <24 jam) meningkatkan populasi ekstrasynaptik reseptor AMPA yang mengandung GluA1, mewujudkan kumpulan labil dari mana reseptor mungkin lalu lintas ke sinaps.

Dengan ketara, vitro Kajian telah mencadangkan bahawa penggabungan sinaptik reseptor AMPA berlaku dalam langkah-langkah 2. Pada mulanya, fosforilasi Ser 845 yang bergantung kepada glutamat atau dopamine meningkatkan tahap reseptor di tapak ekstrasynaptik dalam membran plasma (Esteban et al., 2003; Serulle et al., 2007; Sun et al., 2008; Sun et al., 2005), manakala dalam kedua, fosforilasi Ser 818 menggalakkan penggabungan sinaptik (Boehm et al., 2006). Perbandingan mikroskop elektron kami haiwan Sucrose dengan Sucrose / Air dan Air haiwan menunjukkan bahawa langkah pertama pemerdagangan GluA1 diperhatikan vitro (Makino dan Malinow, 2009), pengedaran pesat terhadap membran extrasynaptic, juga berlaku dalam vivo berikutan pemberian ganjaran orosensor.

Selaras dengan keputusan elektrofisiologi dan biokimia yang dinyatakan di atas, PEG EM menunjukkan bahawa pengambilan sukrosa juga mendorong langkah kedua dalam pemeriksaan GluA1 masuk reseptor GluA1 ke sinaps sejak tahap GluA1-immunoreactivity pada JPA adalah jauh lebih besar untuk Sucrose berbanding tikus Air, dan terdapat trend ke arah peningkatan GluA1 dalam Sucrose / Air berbanding tikus Air (Angka 5B dan 5E). Peningkatan dalam air Sucrose / Air adalah konsisten dengan penggabungan GluA1 yang cepat yang merepadukan dengan separuh hayat sinaptik ~ 24 jam atau penggabungan cepat GluA1 dan penggantian oleh GluA1 / 2 sinaptik dalam tempoh masa yang sama. Peratusan sinapsis yang menyatakan GluA1 dalam JPA juga jauh lebih besar dalam tikus Sucrose berbanding tikus Air (Rajah 5F), menunjukkan bahawa GluA1 diperdagangkan ke sinaps yang sebelumnya tidak mempunyai GluA1. Ini juga menunjukkan bahawa peningkatan amplitud mEPSC yang diperhatikan pada tikus Sukrosa berpunca dari peningkatan GluA1 sinaptik, dan bahawa peningkatan frekuensi mEPSC mungkin disebabkan oleh pengambilan GluA1 ke sinapsis yang terdiam sebelumnya, walaupun potensi pelepasan glutamat tidak dapat ditolak. Kami juga mengukur jumlah sinaps dalam setiap tiga kumpulan ujian untuk menentukan sama ada pengambilan sukrosa disebabkan sinaptogenesis; tidak ada perbezaan antara ketiga-tiga kumpulan ujian (data tidak ditunjukkan). Kami menyimpulkan bahawa pengambilan sukrosa berulang meningkatkan kumpulan intrapinous GluA24 yang stabil (> 1 jam), dan satu rangsangan sukrosa tunggal untuk tikus terlatih sukrosa (6 hari) cukup untuk (5 min) menaikkan GluA1 dengan cepat dalam membran plasma extrasynaptic, berpotensi melukis reseptor dari kumpulan intraspinous. Kami mencadangkan bahawa sebahagian daripada reseptor extrasynaptic ini dimasukkan secara stabil ke dalam PSD, yang membawa kepada indeks pembetulan yang diperhatikan dan perubahan PSD GluA1, sebelum kumpulan extrasynaptic kembali ke garis dasar pada 24 jam setelah rangsangan. Hasil ini menunjukkan bahawa ganjaran semula jadi dapat mendorong perdagangan GluA1 yang cepat dalam haiwan terlatih.

Aktiviti CPAR diperlukan untuk pergerakan tinggi selepas pengambilan sukrosa

Neuron berkilat sederhana menerima kedua-dua input dopaminergik dan glutamatergik (Calabresi, et al., 1992). Untuk menilai penglibatan isyarat glutamat dalam gerakan spontan tinggi yang kami perhatikan selepas pengambilan sucrose dalam tikus terlatih sukrosa, kami menanam kannulas ke dalam teras tikus, dan haiwan terlatih dalam bilik pengukuran locomotor seperti yang diterangkan di atas. Pada hari latihan 8 sukrosa, kami melancarkan Naspm ke dalam teras sebelum penempatan di dalam ruang ujian locomotor. Suntikan itu menurunkan jumlah jarak pengembaraan binatang Sucrose dan menghapuskan perbezaan antara haiwan Sucrose dan Air yang dilihat segera selepas pembuangan botol (Rajah 6A). Untuk mengesahkan bahawa tekanan yang disebabkan oleh pengendalian haiwan tidak menjejaskan tindak balas sukrosa, kami menyuntikkan saline ke teras pada hari berikutnya (hari 9 latihan sukrosa); sekali lagi hiperaktif ketara diperhatikan dalam haiwan Sucrose sejurus selepas pembuangan botol (Rajah 6B). Ini menunjukkan bahawa Naspm telah secara khusus menghalang pengangkatan tindak balas sukrose yang disebabkan. Suntikan antagonis NMDAR, APV, ke teras pada hari-hari berikutnya juga menghapuskan perbezaan antara haiwan Sucrose dan Air (Rajah 6C), menunjukkan bahawa NMDAR juga diperlukan untuk peningkatan lokus spontan selepas pengambilan sukrosa. Untuk menentukan sama ada tindak balas yang dikondisikan terhadap ruang ujian memainkan peranan dalam induksi hiperaktif, haiwan diletakkan di dalam ruang untuk min 35 tanpa pengenalan botol; tiada perbezaan jarak perjalanan yang diamati antara haiwan Sucrose dan Air (Rajah 6D). Naspm dan APV tidak menjejaskan penggunaan sukrosa (Rajah 6E), menunjukkan bahawa CPAR teras dan NMDAR tidak diperlukan untuk pengambilan sukrosa yang kuat. Haiwan di mana cannulas tidak diletakkan di teras akusatif (2 daripada haiwan 15), seperti yang dianggarkan selepas pengorbanan (Rajah 6F), tidak termasuk dalam kajian ini. Kesimpulannya, data ini bersama-sama menunjukkan bahawa pengambilan sukrosa oleh tikus yang dilatih sukrosa mendorong penyeludupan sinapsik GluA1 dalam minit 5, dan blokade mekanisme isyarat yang mengawal pemerdagangan ini menghalang peningkatan aktiviti lokomotor spontan selepas sukrosa.

Rajah 6  

Pergerakan spontan yang meningkat selepas pengambilan sukrosa memerlukan CPAR dan NMDAR.

Dua jalur bagi isyarat sucrose mungkin dijangkakan. Satu, laluan ketat atau orosensori, dimulakan oleh sukrosa yang mengikat kepada reseptor rasa manis, yang sepadan dengan protein G heteromeric ditambah kompleks reseptor, T1R2 / T2R3 (Kitagawa et al., 2001; Max et al., 2001; Nelson et al., 2001; Sainz et al., 2001). Nutrien yang kaya dengan kalori juga boleh mengawal fungsi otak oleh laluan metabolik tanpa rasa, walaupun mekanisme itu tidak difahami dengan baik (de Araujo et al., 2008). Untuk membezakan antara kedua-dua alternatif untuk laluan GluA1-perdagangan yang disebabkan oleh sukrosa, kami mengulangi protokol latihan dengan tiga kumpulan tikus (4 tikus / kumpulan) yang diberi akses untuk minit 5 untuk botol mengandungi, air, larutan 25% sucrose , atau 3% sacarin (Sweet and Low). Botol telah dikeluarkan dan tikus kekal selama 15 lebih lama dalam sangkar latihan. Latihan diulang untuk hari 7. Jumlah cecair yang digunakan oleh kumpulan sukrosa dan saccharin tidak berbeza dengan satu sama lain dan keduanya lebih besar daripada penggunaan oleh kumpulan air, selaras dengan ganjaran oleh kedua-dua bahan manisRajah 7A). Pada hari minum 7th, segera selepas pembuangan botol, tikus dikorbankan, tisu teras accunten dituai dan dikumpulkan untuk setiap kumpulan ujian, pecahan JPA yang diasingkan dan tahap GluA1 disiasat oleh kutu BaratRajah 7B). Seperti dahulu, haiwan yang mengonsumsi sukrosa menunjukkan peningkatan GluA1 dalam fraksi JPA berbanding kumpulan air (Rajah 7C). Secara ketara, GluA1 juga dinaikkan dalam pecahan JPA haiwan yang digunakan sakarin. Tidak terdapat perbezaan yang signifikan dalam tahap GluA1 dalam pecahan sel keseluruhan dari teras air, sukrosa dan sacarin, yang menunjukkan peningkatan GluA1 adalah khusus kepada pecahan sinaptikRajah 7D). Kerana sakarin merangsang protein heteromeric G yang digabungkan dengan kompleks reseptor rasa sebagai sukrosa (Masuda et al., 2012; Nelson et al., 2001), tetapi tidak mempunyai nilai kalori, kami menyimpulkan bahawa rangsangan reseptor rasa manis mencukupi untuk memulakan isyarat yang menaikkan tahap GluA1 pada nukleus akrab sinaps teras.

Rajah 7  

Latihan Saccharin Meningkatkan Peningkatan Synaptic GluA1 Sama seperti Latihan Sucrose.

Perbincangan

Kami telah menunjukkan bahawa ganjaran orosensory, pengambilan sukrosa berulang, dapat mengakibatkan penggabungan sinapsik GluA1 melalui mekanisme pemerdagangan pelbagai langkah yang telah dijelaskan sebelumnya vitro. Pengambilan sukrosa berulang selama hari-hari 6-7 berpotensi mengakibatkan penyinaran teras electrophysiologically melalui penyisipan CPAR. Kesan ini diiringi oleh pengumpulan GluA1 tetapi tidak GluA2 dalam JPA teras, dan secara spesifik di rantau dan sementara, kerana tidak ada perubahan yang diperhatikan sebelum hari latihan 7 di teras, dan tidak ada perubahan yang diperhatikan di shell accumbens atau korteks somatosensori. Analisis mikroskopik elektron mendedahkan bahawa pengambilan sukrosa berulang meningkat dengan stabil (t1/2 > 24 jam) populasi reseptor yang mengandungi GluA1 intraspinous. Sukrosa juga cepat (5 min) dan sementara (t1/2 <24 jam) peningkatan tahap reseptor yang mengandung GluA1 di laman ekstrasynaptik pada haiwan terlatih sukrosa, meningkatkan populasi AMPAR yang mampu meresap ke sinaps. Synaptic GluA1, baik yang ditunjukkan oleh pecahan JPA dan seperti yang dikesan oleh PEG-EM, meningkat secara signifikan dalam Sukrosa dibandingkan dengan haiwan Air. Dari hasil ini kami mencadangkan bahawa mekanisme dua langkah eksositosis ekstrasynaptik diikuti dengan perdagangan sinaptik untuk penyisipan sinaptik AMPAR yang telah dijelaskan sebelumnya vitro (Boehm et al., 2006; Makino dan Malinow, 2009; Oh et al., 2006; Serulle et al., 2007; Sun et al., 2005) boleh dimulakan dengan cepat dalam vivo oleh ganjaran yang semula jadi dan orenensori.

Perubahan dalam tahap GluA1 sinaptik hanya diperhatikan selepas sesi latihan 7, menunjukkan bahawa proses beberapa hari diperlukan untuk potentiation. Dalam eksperimen biokimia dalam vivo, kami tidak melihat peningkatan yang ketara dalam tahap teras PSD GluA1 teras pada hari 1, 3, dan 5 latihan sukrosa; hanya selepas hari sukrosa Latihan 7 adalah GluA1 dalam JPA meningkat dengan ketara. Dalam eksperimen mikroskop elektron, kita melihat bahawa Sucrose / Water animals, yang telah sucrose terlatih untuk hari 6 tetapi tidak menerima rangsangan sukrosa dalam jam 24, memperlihatkan trend ke arah peningkatan GluA1. Haiwan ini juga mempamerkan GluA1 intraspinous tinggi berbanding dengan haiwan Air, tetapi tiada perubahan dalam membran extrasynaptic GluA1 diperhatikan. Dari hasil ini, kita membuat tiga kesimpulan. Pertama, reseptor AMPA yang mengandung GluA1 terkumpul intraspinously dengan rangsangan sukrosa berturut-turut. Memandangkan kajian terdahulu telah menunjukkan bahawa pengambilan sukrosa mendorong pembebasan dopamin dalam akusatif (Cacciapaglia et al., 2012; McCutcheon et al., 2012; Rada et al., 2005), dan bahawa D1Rs boleh memacu terjemahan GluA1 tempatan dalam dendrit (Smith et al., 2005), pembebasan dopamin selepas pengambilan sukrosa boleh mencetuskan sintesis GluA1 tempatan yang membawa kepada akumulasi GluA1 intraspinous. Sebagai alternatif, peningkatan intraspinous mungkin mencerminkan pemerdagangan GluA1 dari tapak distal. Ia mungkin bahawa pemerdagangan eksositik dari kolam intraspinus yang tinggi ini menyumbang kepada kolam ekstrasynaptik dalam membran plasma. Kedua, pemerhatian peningkatan membran extrasynaptic GluA1 dalam Sucrose, tetapi tidak dalam Sucrose / Air atau Air haiwan menunjukkan bahawa reseptor extrasynaptic sama ada bergerak melalui langkah kedua ke sinaps atau endocytosed dalam 24 selepas penggunaan sukrosa, menjadikan kolam kolam extrasynaptic. Ketiga, ketinggian haiwan Sucrose JPA GluA1 berbanding hewan Air, tetapi bukan Sucrose / Air haiwan juga menyarankan bahawa selepas setiap rangsangan sucrose, reseptor bergerak secara meluas ke sinaps dari kolam reseptor yang diperdagangkan dengan cepat ke membran plasma extrasynaptic. Kita tidak boleh menolak bahawa traffick GluA1 secara langsung dari kolam intraspinus kepada sinaps. Laluan sebegini nampaknya tidak mungkin diberikan kajian yang menunjukkan GluA1 dimasukkan extrasynaptically (Boehm et al., 2006; Makino dan Malinow, 2009; Oh et al., 2006; Serulle et al., 2007; Sun et al., 2005). Penemuan ini menunjukkan demonstrasi pertama bahawa perjalanan waktu untuk perdagangan GluA1 (<5 min) dan laluan diperhatikan vitro juga diperhatikan dalam vivo. Di samping itu, keputusan kami menunjukkan bahawa rangsangan ganjaran berulang mengubah suai keupayaan untuk potentiation sinaps dengan menaikkan kolam reseptor intraspinous yang mampu diperdagangkan.

Kerana saccharin menginduksi perdagangan GluA1 sama dengan sukrosa, kandungan kalori sukrosa tidak diperlukan. Saccharin merangsang reseptor rasa manis yang sama, T1R2 / T2R3, sebagai sucrose (Masuda et al., 2012; Nelson et al., 2001), mspengaktifan reseptor ini mungkin memulakan penggabungan GluA1 ke dalam sinaran MSN. Sucrose meninggikan pembebasan dopamin dalam akujen daripada neuron VTA (Cacciapaglia et al., 2012; McCutcheon et al., 2012; Rada et al., 2005) lmenuju ke pengedaran permukaan GluA1. Oleh itu, laluan yang menghubungkan reseptor rasa manis ke VTA mungkin menjadi pusat kepada kepekaan yang dikaji di sini.

Ia mungkin bahawa pemerdagangan GluA1 pesat selepas pengambilan sucrose memainkan peranan dalam mengawal pergerakan spontan. Sesungguhnya, dalam haiwan yang terlatih sukrosa, perencatan CPAR menghalang peningkatan aktiviti locomotor spontan sejurus selepas pengambilan sukrosa. Jumlah jarak yang dilalui oleh tikus selepas penggunaan sukrosa yang diukur pada hari berturut-turut adalah dinaikkan hanya untuk min 3 min sejurus selepas penggunaan sukrosa pada hari ketujuh latihan. Aktiviti yang meningkat sejurus selepas sukrosa diperhatikan bermula pada hari latihan 3, tetapi tidak menjadi berbeza dengan ketara sehingga hari 7. Kursus masa aktiviti ini berkorelasi dengan perjalanan masa pengumpulan GluA1 dalam accendens dendrite teras. Pergerakan yang meningkat adalah akibat fungsian pengedaran CPAR kepada sinergi MSN di teras akusatif kerana suntikan Naspm ke dalam teras menghalang peningkatan aktiviti. Pencegahan pergerakan tinggi oleh perencat reseptor NMDA menunjukkan bahawa isyarat glutamat melalui reseptor NMDA serta CPAR diperlukan untuk meningkatkan aktiviti lokomotor. Walau bagaimanapun, pengambilan kutu tidak terjejas oleh sekatan pekat glutamat, selaras dengan kajian terdahulu yang membuktikan bahawa teras akusten terlibat dalam pengawalan respon motor yang berkaitan dengan ganjaran orosensory tetapi tidak digunakan sendiri (Smith, 2004). Kursus masa yang sama untuk pembangunan hyperlocomotion telah dilaporkan untuk pembangunan hiperaktif yang dikondisikan di haiwan yang diberi makanan harian mereka dalam persekitaran yang tersendiri (Matthews et al., 1996). Sekiranya sambutan sekarang adalah hiperaktif yang terkondisi yang timbul daripada pasangan konteks dan sukrosa, bagaimanapun, ia akan mendahului penghantaran sukrosa, yang tidak dipatuhi. Adalah mungkin bahawa subjek-subjek menunjukkan keghairahan penerokaan. Eksperimen selanjutnya adalah perlu untuk membezakan sama ada pengangkatan tinggi selepas pengambilan sukrosa adalah penggambaran penerokaan berbanding dengan pemekaan motor atau perilaku lain. Walau bagaimanapun, ketinggian spontan pergerakan memerlukan isyarat glutamat, dan mengakibatkan, sekurang-kurangnya sebahagiannya, dari penggabungan CPARs di teras akusatif.

Kegiatan locomotor yang meningkat berikutan pengambilan sukrosa boleh mengakibatkan langsung dari potentiasi yang diperhatikan terhadap sinaps teras akut, kerana peningkatan output dari laluan ganglia basal langsung menggalakkan pergerakan melalui disinhibition of thalamus motor (Sesack dan Grace, 2010). Tdia berpotensi menyamai sinaps yang kemungkinan besar berada di laluan langsung yang mengakibatkan neuron teras, yang menyatakan D1Rs. Potensi sinopsis neuron laluan terus akan berlaku jika aktiviti D1R menginduksi penyeludupan GluA1 yang mengandungi AMPARs untuk sinapsim di neuron berikut berikutan pelepasan dopamin. Potensi yang terhasil akan meningkatkan aktiviti dalam unjuran rentak neuron laluan terus ke nuclei keluaran basal ganglia, dengan itu meremajakan talam motor dan mempromosikan aktiviti korteks motor (Gerfen dan Surmeier, 2011; Kravitz et al., 2010; Sesack dan Grace, 2010). Potensi sinapsik yang diperhatikan selepas pengambilan sukrosa berulang mungkin berlaku secara khusus dalam neuron laluan langsung kerana dopamin yang bertindak melalui reseptor D1 boleh menyebabkan fosforilasi GluA1 S845, yang mengarah ke pemerdagangan permukaan.

Beberapa kajian telah mengkaji kesan rangsangan berulang dengan kokain diikuti dengan penarikan, rawatan yang memberi kesan yang mendalam kepada fungsi sistem ganjaran dan akhirnya membawa kepada pemekaan kokain, yang dicirikan oleh tindak balas motor yang tinggi terhadap kokain, keinginan ubat dan kambuh (Kalivas et al., 1998). Suntikan IP berulang dengan kokain untuk hari 5-10 diikuti dengan pengeluaran menghasilkan peningkatan beransur-ansur selama hari-hari 14 di permukaan reseptor AMPA yang mengandungi GluA2 (Boudreau et al., 2007; Kourrich et al., 2007). Walau bagaimanapun, pada hari pengeluaran 45 berikutan pentadbiran sendiri 10, peningkatan besar dalam indeks pembetulan diperhatikan dalam MSN tikus (McCutcheon et al., 2011b) menunjukkan peningkatan dalam CPAR. Oleh itu, pemerdagangan CPAR telah diperhatikan berikutan pengambilan sukrosa, dalam kerja semasa, dan pentadbiran sendiri kokain, walaupun dalam keadaan rawatan yang sangat berbeza. Kerana akibat segera dari pentadbiran diri atau suntikan cocaine (contohnya, pada minit minit 5) tidak diketahui, tindakan kokain tidak dapat dibandingkan langsung dengan kerja sukrosa semasa. Begitu juga, tidak diketahui jika CPAR berterusan dalam sinaran MSN sinopsis haiwan yang terlatih selepas pemberhentian latihan sukrosa atau jika haiwan tersebut memaparkan kepekaan sukrosa berikutan pengeluaran yang panjang.

Memahami bagaimana rangsangan ganjaran mengawal akustik kelenturan dan kelakuan adalah penting untuk menangani ketagihan, hiperpagia, perjudian patologi, dan gangguan tingkah laku yang lain (Basar et al., 2010; Berridge, 2009; Luscher dan Malenka, 2011). Gula berlebihan gula menyumbang kepada wabak obesiti (Hu dan Malik, 2010), dan walaupun berpotensi serupa dengan penyalahgunaan dadah (Avena et al., 2008), mekanismenya tidak diterokai secara meluas. Penemuan semasa mewujudkan elemen asas kepuasan yang disebabkan oleh ganjaran yang mana kajian masa depan dapat menangani peraturan tingkah laku yang kompleks, yang berpotensi menyediakan jalan baru untuk menghadapi patologi yang berkaitan dengan ganjaran.

Penghargaan

Kami mengucapkan terima kasih kepada anggota Makmal Ziff, masa lalu dan sekarang, atas bantuan teknikal dan perbincangan yang bermanfaat, termasuk H. Girma, L. Lee dan Drs. B. Fernholz, B. Jordan, W. Lu, G. Rameau, S. Restituito & Y. Serulle. Karya ini disokong oleh National Institute of Mental Health Predoctoral Fellowship F31MH76617-01 dan NIH Training Grant 5T32DC000063 kepada New York University Training Program in the Neurosciences (DST), R01NS061920 dari National Institute of Neurological Disorders and Stroke (EBZ), 1R21MH091445 01 dari National Institute of Mental Health and Office of Research on Women's Health, Klarman Family Foundation Grants Program in Eating Disorders Research, NYU's Research Challenge Fund dan P30EY13079 (CA), National Institute on Drug Abuse hibah DA003956 dan Independent Investigator Award dari NARSAD (KDC), Institut Nasional Pekak dan Gangguan Komunikasi lain memberikan DC009635 kepada RCF, dan dengan pemberian benih di Pusat Kecemerlangan Ketagihan dari Pusat Perubatan Langone University New York.

Nota kaki

Konflik kepentingan: Para pengarang mengisytiharkan tiada kepentingan kewangan yang bersaing.

Rujukan

  1. Avena NM, Rada P, Hoebel BG. Bukti penagihan gula: kesan tingkah laku dan neurokimia pengambilan gula yang berlebihan, berlebihan. Neurosci Biobehav Rev. 2008; 32: 20-39. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  2. Basar K, Sesia T, Groenewegen H, Steinbusch HW, Visser-Vandewalle V, Temel Y. Nucleus accumbens dan impulsivity. Prog Neurobiol. 2010; 92: 533-557. [PubMed]
  3. Berridge KC. Ganjaran makanan 'Suka' dan 'Mahukan': substrat otak dan peranan dalam gangguan makan. Fisiologi & tingkah laku. 2009; 97: 537–550. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  4. Boehm J, Kang MG, Johnson RC, Esteban J, Huganir RL, Malinow R. Synaptic penggabungan reseptor AMPA semasa LTP dikawal oleh tapak phosphorylation PKC pada GluR1. Neuron. 2006; 51: 213-225. [PubMed]
  5. Boudreau AC, Reimers JM, Milovanovic M, Wolf ME. Surface reseptor AMPA di dalam nukleus kenaikan accumbens meningkat semasa pengambilan kokain tetapi menginternalisasi selepas cabaran kokain yang berkaitan dengan pengaktifan yang diubahsuai kinase protein diaktifkan mitogen. J Neurosci. 2007; 27: 10621-10635. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  6. Brebner K, Wong TP, Liu L, Liu Y, Campsall P, Gray S, Phelps L, Phillips AG, Wang YT. Inti menimbulkan kemurungan jangka panjang dan ekspresi kepekaan tingkah laku. Sains. 2005; 310: 1340-1343. [PubMed]
  7. Cacciapaglia F, Ahli Parlimen Saddoris, Wightman RM, Carelli RM. Dinamik pelepasan dopamine yang berbeza dalam nukleus menonjolkan teras dan shell mengesan aspek yang berbeza dari tingkah laku yang diarahkan untuk sukrosa. Neuropharmacology 2012 [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  8. Calabresi P, Maj R, Pisani A, Mercuri NB, Bernardi G. Kemurungan sinaptik jangka panjang di striatum: pencirian fisiologi dan farmakologi. J Neurosci. 1992; 12: 4224-4233. [PubMed]
  9. Carr KD, Chau LS, Cabeza de Vaca S, Gustafson K, Stouffer M, Tukey DS, Restituito S, Ziff EB. Subunit reseptor AMPA GluR1 di bahagian bawah rangsangan reseptor dopamine D-1 dalam pengantara nukleus pengantara meningkat magnitud ganjaran dadah dalam tikus terhad makanan. Neurosains. 2010; 165: 1074-1086. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  10. Conrad KL, Tseng KY, Uejima JL, Reimers JM, Heng LJ, Shaham Y, Marinelli M, Wolf ME. Pembentukan accumbens GluR2-kurang reseptor AMPA mengantara pengambilan keinginan kokain. Alam. 2008; 454: 118-121. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  11. Hari JJ, Carelli RM. Nukleus accumbens dan pembelajaran ganjaran Pavlovic. Ahli sains Neuroses. 2007; 13: 148-159. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  12. de Araujo IE, Oliveira-Maia AJ, Sotnikova TD, Gainetdinov RR, Caron MG, Nicolelis MA, Simon SA. Ganjaran makanan dengan ketiadaan isyarat reseptor rasa. Neuron. 2008; 57: 930-941. [PubMed]
  13. Ehlers MD, Heine M, Groc L, Lee MC, Choquet D. Diffusional perangkap GluR1 AMPA reseptor oleh aktiviti sinaptik khusus input. Neuron. 2007; 54: 447-460. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  14. Esteban JA, Shi SH, Wilson C, Nuriya M, Huganir RL, Malinow R. PKA fosforilasi subunit reseptor AMPA mengawal penyelarasan sinaptik yang mendasari keplastikan. Nat neurosci. 2003; 6: 136-143. [PubMed]
  15. Gerfen CR, Surmeier DJ. Modulasi sistem unjuran striatal oleh dopamin. Kajian tahunan neurosains. 2011; 34: 441-466. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  16. Grueter BA, Brasnjo G, Malenka RC. Postsynaptic TRPV1 mencetuskan kemurungan jangka panjang jenis-jenis sel di dalam accumbens nukleus. Saraf neurosains. 2010; 13: 1519-1525. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  17. He K, Song L, Cummings LW, Goldman J, Huganir RL, Lee HK. Penstabilan reseptor AMPA Ca2 + -permeable di tapak perisynaptic oleh phosphorylation GluR1-S845. Proc Natl Acad Sci US A. 2009; 106: 20033-20038. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  18. Hu FB, Malik VS. Minuman manis gula dan risiko kegemukan dan diabetes jenis 2: bukti epidemiologi. Fisiologi & tingkah laku. 2010; 100: 47–54. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  19. Isaac JT, Ashby MC, McBain CJ. Peranan subunit GluR2 dalam fungsi reseptor AMPA dan plastisitas sinaptik. Neuron. 2007; 54: 859-871. [PubMed]
  20. Jordan BA, Fernholz BD, Boussac M, Xu C, Grigorean G, Ziff EB, Neubert TA. Pengenalpastian dan pengesahan prototaip kepadatan postennapsik novel. Proteomics Mol Cell. 2004; 3: 857-871. [PubMed]
  21. Kalivas PW, Pierce RC, Cornish J, Sorg BA. Peranan untuk pemekaan dalam keinginan dan kambuh dalam ketagihan kokain. J Pharmacol. 1998; 12: 49-53. [PubMed]
  22. Kitagawa M, Kusakabe Y, Miura H, Ninomiya Y, Hino A. Pengenalpastian genetik molekul gen penerima reseptor untuk rasa manis. Komunikasi penyelidikan biokimia dan biofisika. 2001; 283: 236-242. [PubMed]
  23. Kourrich S, Rothwell PE, Klug JR, Thomas MJ. Pengalaman kokain mengawal keplastikan sinaptik bidirectional dalam nukleus accumbens. J Neurosci. 2007; 27: 7921-7928. [PubMed]
  24. Kravitz AV, Freeze BS, Parker PR, Kay K, Thwin MT, Deisseroth K, Kreitzer AC. Peraturan perilaku motor parkinson dengan kawalan optogenetik litar ganglian basal. Alam. 2010; 466: 622-626. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  25. LaPlant Q, Vialou V, Covington HE, 3rd, Dumitriu D, Feng J, Warren BL, Maze I, Dietz DM, Watts EL, Iniguez SD, et al. Dnmt3a mengawal tingkah laku emosi dan kepekaan tulang belakang dalam nukleus accumbens. Nat neurosci. 2010; 13: 1137-1143. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  26. Liu SJ, Zukin RS. Ca2 + reseptor AMPA yang berpanjangan dalam keplastikan sinaptik dan kematian neuron. Trend dalam neurosains. 2007; 30: 126-134. [PubMed]
  27. Lu W, Isozaki K, Roche KW, Nicoll RA. Penargetan sinaptik reseptor AMPA dikawal oleh tapak CaMKII dalam gelung intraselular pertama GluA1. Proc Natl Acad Sci US A. 2010; 107: 22266-22271. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  28. Lu W, Roche KW. Peraturan transkriptranslational AMPA penyeludupan dan fungsi. Pendapat semasa dalam neurobiologi 2011 [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  29. Luscher C, Malenka RC. Dadah membuktikan keplastikan sinaptik dalam ketagihan: dari perubahan molekul ke pembentukan semula litar. Neuron. 2011; 69: 650-663. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  30. Makino H, resin Malinow R. AMPA dimasukkan ke dalam sinapsur semasa LTP: peranan pergerakan sisi dan exocytosis. Neuron. 2009; 64: 381-390. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  31. Mameli M, Halbout B, Creton C, Engblom D, Parkitna JR, Spanagel R, Luscher C. Cocaine membuktikan keplastikan sinaptik: kegigihan dalam VTA mencetuskan penyesuaian di NAc. Nat neurosci. 2009; 12: 1036-1041. [PubMed]
  32. Masuda K, Koizumi A, Nakajima K, Tanaka T, Abe K, Misaka T, Ishiguro M. Pengenalan mod pengikat antara reseptor rasa manis manusia dan sebatian manis berat molekul rendah. PloS satu. 2012; 7: e35380. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  33. Matthews K, Wilkinson LS, Robbins TW. Pemisahan ibu yang berulang kali terhadap tikus preweanling memberikan tindak balas tingkah laku kepada insentif yang rendah dan bersesuaian semasa dewasa. Physiol Behav. 1996; 59: 99-107. [PubMed]
  34. Max M, Shanker YG, Huang L, Rong M, Liu Z, Campagne F, Weinstein H, Damak S, Margolskee RF. Tas1r3, pengekodkan reseptor rasa calon baru, adalah allelic kepada lokus Sac responsif yang manis. Genetik alam. 2001; 28: 58-63. [PubMed]
  35. McCutcheon JE, Beeler JA, Roitman MF. Sucrose-predictive cues menimbulkan pelepasan dopamine phasic yang lebih besar daripada petunjuk sakarin-prediktif. Sinaps. 2012; 66: 346-351. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  36. McCutcheon JE, Wang X, Tseng KY, Wolf ME, Marinelli M. Kalsium-reseptor AMPA reseptor hadir dalam sinaps synumbens accumbens selepas penarikan diri yang panjang dari kokain pentadbiran tetapi tidak kokain yang dikendalikan oleh pengeksport. Jurnal neurosains: jurnal rasmi Persatuan Neurosains. 2011a; 31: 5737-5743. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  37. McCutcheon JE, Loweth JA, Ford KA, Marinelli M, Wolf ME, Tseng KY. Pengaktifan mGluR Kumpulan membalikkan pengumpulan kokain yang disebabkan oleh pengambilan reseptor kalsium yang dapat ditapis kalsium dalam penambahan nukleus nukleus melalui mekanisme protein kinase C. J Neurosci. 2011b; 31: 14536-14541. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  38. Nedelescu H, Kelso CM, Lazaro-Munoz G, Purpura M, Cain CK, Ledoux JE, Aoki C. Endogenous GluR1 yang mengandungi reseptor AMPA translocate kepada sinapsimia asimetri dalam amygdala lateral semasa fasa awal ketakutan pembentukan memori: sebuah immunocytochemical mikroskopik elektron belajar. Jurnal neurologi perbandingan. 2010; 518: 4723-4739. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  39. Nelson G, Hoon MA, Chandrashekar J, Zhang Y, Ryba NJ, Zuker CS. Resipi rasa manis mamalia. Sel. 2001; 106: 381-390. [PubMed]
  40. Oh MC, Derkach VA, Guire ES, Soderling TR. Pengedaran membran extrasynaptic dikawal oleh GluR1 serum 845 phosphorylation primes AMPA reseptors untuk potentiation jangka panjang. J Biol Chem. 2006; 281: 752-758. [PubMed]
  41. Pascoli V, Turiault M, Luscher C. Pembalikan keragaman sinaptik kokain-membangkitkan semula kelakuan adaptif yang disebabkan oleh dadah. Alam. 2012; 481: 71-75. [PubMed]
  42. Loji K, Pelkey ​​KA, Bortolotto ZA, Morita D, Terashima A, McBain CJ, Collingridge GL, Isaac JT. Penggabungan sementara dari reseptor AMPA asli GluR2 semasa potentiasi jangka hippocampal. Nat neurosci. 2006; 9: 602-604. [PubMed]
  43. Rada P, Avena NM, Hoebel BG. Pengambilan harian mengenai gula berulang kali mengeluarkan dopamin di dalam cawan accumbens. Neurosains. 2005; 134: 737-744. [PubMed]
  44. Roche KW, O'Brien RJ, Mammen AL, Bernhardt J, Huganir RL. Pencirian pelbagai laman fosforilasi pada subunit reseptor AMPA GluR1. Neuron. 1996; 16: 1179-1188. [PubMed]
  45. Rumpel S, LeDoux J, Zador A, Malinow R. Penyakit reseptor Postsynaptic yang mendasari satu bentuk pembelajaran bersekutu. Sains. 2005; 308: 83-88. [PubMed]
  46. Sainz E, Korley JN, Battey JF, Sullivan SL. Pengenalpastian ahli baru dari keluarga T1R reseptor rasa putative. Jurnal neurokimia. 2001; 77: 896-903. [PubMed]
  47. Serulle Y, Zhang S, Ninan I, Puzzo D, McCarthy M, Khatri L, Arancio O, Ziff EB. Interaksi GluR1-cGKII mengawal selia pengedar reseptor AMPA. Neuron. 2007; 56: 670-688. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  48. Sesack SR, Grace AA. Ganjaran Ganglia Cortico-Basal: mikroskopik. Neuropsychopharmacology: penerbitan rasmi Kolej Amerika Neuropsychopharmacology. 2010; 35: 27-47. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  49. Smith GP. Accumbens dopamin mengurus kesan ganjaran rangsangan orosensori oleh sukrosa. Selera makan. 2004; 43: 11-13. [PubMed]
  50. Smith WB, Starck SR, Roberts RW, Schuman EM. Rangsangan dopaminergik sintesis protein tempatan meningkatkan ekspresi permukaan GluR1 dan penghantaran sinaptik dalam neuron hippocampal. Neuron. 2005; 45: 765-779. [PubMed]
  51. Sun X, Milovanovic M, Zhao Y, Wolf ME. Rangsangan reseptor dopamin akut dan kronik merumuskan pengedaran reseptor AMPA dalam nukleus yang menimbulkan neuron yang dirawat dengan neuron korteks prefrontal. Jurnal neurosains: jurnal rasmi Persatuan Neurosains. 2008; 28: 4216-4230. [Artikel percuma PMC] [PubMed]
  52. Sun X, Zhao Y, Wolf ME. Rangsangan reseptor dopamine memodulasi sinapsik penerima reseptor AMPA dalam neuron korteks prefrontal. J Neurosci. 2005; 25: 7342-7351. [PubMed]
  53. Thomas MJ, Beurrier C, Bonci A, Malenka RC. Kemurungan jangka panjang dalam nukleus accumbens: hubungan neural antara pemekaan tingkah laku dengan kokain. Nat neurosci. 2001; 4: 1217-1223. [PubMed]
  54. Ungless MA, Whistler JL, Malenka RC, Bonci A. Pendedahan kokain tunggal dalam vivo mendorong kepupusan jangka panjang dalam neuron dopamine. Alam. 2001; 411: 583-587. [PubMed]
  55. Whitlock JR, Heynen AJ, Shuler MG, Bear MF. Pembelajaran mendorong keupayaan jangka panjang dalam hippocampus. Sains. 2006; 313: 1093-1097. [PubMed]