Rola glukokortykoidów w rozwijaniu odporności na stres i uzależnienie (2013)

Front Psychiatry. 2013; 4: 68.

Opublikowano online 2013 Aug 1. doi:  10.3389 / fpsyt.2013.00068

PMCID: PMC3730062

Ten artykuł został cytowany przez inne artykuły w PMC.

Idź do:

Abstrakcyjny

Pojawiają się dowody na to, że jednostki potrafią nauczyć się odporności poprzez rozwój mechanizmów ochronnych, które chronią je przed nieprzystosowawczymi skutkami stresu, które mogą przyczyniać się do uzależnienia. Wyłaniająca się dziedzina neuronauki dotyczącej odporności zaczyna odkrywać obwody i cząsteczki chroniące przed chorobami neuropsychiatrycznymi związanymi ze stresem, takimi jak uzależnienia. Glukokortykoidy (GC) są ważnymi regulatorami homeostazy podstawowej i związanej ze stresem u wszystkich organizmów wyższych i wpływają na szeroki wachlarz genów w prawie każdym narządzie i tkance. Dlatego GC idealnie nadają się do promowania lub zapobiegania adaptacji do stresu. W tym przeglądzie skupimy się na roli GC w osi podwzgórze-przysadka-kora nadnerczy i obszarach pozapodwzgórzowych w regulacji podstawowych i przewlekłych reakcji na stres. GC oddziałują z dużą liczbą układów neuroprzekaźników i neuropeptydów, które są związane z rozwojem uzależnienia. Ponadto przegląd skupi się na szlakach oreksynergicznych i cholinergicznych i podkreśli ich rolę w powstawaniu stresu i uzależnienia. GC odgrywają kluczową rolę w promowaniu rozwoju odporności lub podatności i stanowią ważne cele farmakoterapeutyczne, które mogą zmniejszyć wpływ nieprzystosowanego systemu stresu w leczeniu uzależnienia wywołanego stresem.

Słowa kluczowe: uzależnienie, glukokortykoid, stres, odporność, cholinergiczne, nikotynowe receptory acetylocholiny, mifepriston, oreksyna

Wprowadzenie

Podatność na uzależnienie jest uwarunkowana genetycznie i modyfikowana przez doświadczenie i środowisko. Stres odgrywa ważną rolę w zwiększaniu podatności na uzależnienia. McEwen elokwentnie napisał, że „doświadczenia życiowe człowieka wywierają głęboki wpływ na mózg, zarówno jako obiekt stresu i obciążenia/przeciążenia allostatycznego, jak i jako czynnik determinujący fizjologiczną i behawioralną reakcję na stresory” (1). Zdolność radzenia sobie ze stresem lub odporność (zdolność do odbicia się po przeciwnościach losu) w istotny sposób pozwala przewidzieć, czy u danej osoby rozwinie się później choroba neuropsychiatryczna związana ze stresem, taka jak stany lękowe, depresja i uzależnienia [przeczytano w (2)]. Zdecydowana większość populacji doświadczyła w swoim życiu traumatycznego wydarzenia. Jednak tylko niewielki procent będzie później doświadczać przewlekłego stresu prowadzącego do zespołu stresu pourazowego (PTSD) lub uzależnienia od alkoholu lub innych narkotyków (3). Jednak w większości przypadków ludzie są odporni i po ekspozycji na stresory nie rozwijają się choroby ani zaburzenia. Wyłaniająca się dziedzina neuronauki o odporności odkrywa nowe obwody i cząsteczki, które służą ochronie przed chorobami neuropsychiatrycznymi związanymi ze stresem.

Często zakładano, że odporność jest mechanizmem wrodzonym lub pasywnym, którego nie można zmienić. Jednakże badania na zwierzętach i ludziach sugerują, że rozwijanie odporności może być zachowaniem wyuczonym (2). Jednostki mają zdolność uczenia się odporności poprzez rozwijanie mechanizmów chroniących przed dezadaptacyjnymi skutkami stresu. Glukokortykoidy (GC), kortyzol u ludzi lub kortykosteron u gryzoni są ważnymi regulatorami homeostazy podstawowej i homeostazy związanej ze stresem i wykazano, że modulują szereg genów w wielu narządach i tkankach.4-,6). Zatem GC są idealnie umiejscowione do regulowania wielu szlaków sygnalizacyjnych aktywowanych w odpowiedzi na stres i uzależnienie. W tym przeglądzie skupimy się na roli GC w osi podwzgórze-przysadka nadnerczy (HPA) w regulacji podstawowych i przewlekłych reakcji na stres. Ponadto skupimy się na dwóch układach, układzie oreksynergicznym i cholinergicznym, oraz ich roli w pośredniczeniu w stresie i uzależnieniu. Będziemy dalej omawiać pojawiającą się interakcję między tymi systemami z GC i regulacją stresu. Wreszcie, ponieważ GC odgrywają kluczową rolę w promowaniu odporności lub podatności na stres, zbadamy możliwości farmakoterapeutyczne ukierunkowane na GC w leczeniu uzależnienia wywołanego stresem.

Rola osi HPA i glukokortykoidów w neurobiologii odporności na stres

Mechanizmy regulujące zdolność organizmu do radzenia sobie ze stresem zostały dobrze opisane u mikroorganizmów posiadających wyspecjalizowane centra zwane stresosomami, które regulują reakcje na szereg bodźców fizycznych i środowiskowych (7, 8). Stresosom to unikalna struktura w mikroorganizmie, która precyzyjnie koordynuje maszynerię molekularną regulującą wielkość reakcji na stresor. Stresosom ostatecznie zapewnia przeżycie komórki w odpowiedzi na szeroką gamę stresorów chemicznych i fizycznych (7, 8). U ssaków korelatem „stresosomu” jest oś HPA, ponieważ zapewnia skoordynowaną reakcję na ostry stres (9). Podstawowe elementy centralnej osi HPA są dobrze znane i obejmują neurony jądra przykomorowego podwzgórza (PVN) wydzielające hormon uwalniający kortykotropinę (CRH).10), które stymulują wydzielanie przysadkowego hormonu adrenokortykotropowego (ACTH) i kortykosteronu nadnerczowego (CORT) (11).

Glukokortykoidy to hormony steroidowe wydzielane przez nadnercza i pełniące ważną rolę regulatorów homeostazy w warunkach podstawowych i stresowych. GC wywierają wpływ poprzez dwa typy receptorów wewnątrzkomórkowych, receptor mineralokortykoidowy typu I i receptor glukokortykoidowy typu II. Obydwa receptory ulegają ekspresji w całym organizmie i wywierają działanie ogólnoustrojowe. W mózgu receptor mineralokortykoidowy typu I o wysokim powinowactwie (zwany także receptorem aldosteronu w nerkach) ulega ekspresji głównie w hipokampie, a umiarkowaną ekspresję stwierdza się w korze przedczołowej (PFC) i ciele migdałowatym.12-,14). Receptory GR typu II o niskim powinowactwie ulegają ekspresji w całym mózgu, z największą ekspresją w PVN i hipokampie, a ze względu na mniejsze powinowactwo do kortyzolu odgrywają kluczową rolę w homeostazie związanej ze stresem, gdy poziom kortyzolu w krążeniu jest wysoki (14-,17). Receptory GR i MR znajdują się w cytoplazmie i pośredniczą w klasycznych genomicznych działaniach GC, działając jako jądrowe aktywatory i represory transkrypcji (14, 18) i GR związane z błoną pośredniczą w szybkim działaniu GC (19, 20). GC są zatem idealnie umiejscowione, aby modulować reakcje na stres i być aktywowane w mózgu w zdrowych warunkach, po ostrym stresie i podczas adaptacji reakcji na chroniczny stres.4, 5, 21).

Glikokortykoidy zapewniają hamującą odpowiedź zwrotną w krótkim czasie (od sekund do minut) i dłuższych (od godzin do dni).4, 18, 22-,24). Szybkie efekty obejmują natychmiastowe zmniejszenie częstotliwości miniaturowych EPSC po zastosowaniu kortykosteronu lub deksametazonu (syntetyczny GC) w PVN (25) oraz obniżony poziom ACTH i kortykosteronu, czego nie obserwowano w przypadku stosowania deksametazonu nieprzepuszczalnego przez błonę, co wskazuje na szybkie hamowanie przez sprzężenie zwrotne (26). Zaobserwowano podobny szybki wpływ kortykosteronu na mEPSC w hipokampie (27, 28). Zatem zarówno działania GC w krótkiej skali czasowej (być może niegenomowej), jak i w dłuższej skali czasowej (genomicznej) pośredniczą razem w kontroli hamującego sprzężenia zwrotnego. Badane są procesy molekularne i neurobiologiczne leżące u podstaw odporności biernej i czynnej, a kandydatami są regulatory osi HPA, cząsteczki zaangażowane w architekturę synapsy i cząsteczki sygnalizacyjne związane z plastycznością nerwową [przegląd: (2)]. GC stanowią produkt końcowy osi HPA i wpływają na wiele funkcji ośrodkowego układu nerwowego, takich jak pobudzenie, funkcje poznawcze, nastrój, sen, metabolizm i napięcie sercowo-naczyniowe, reakcje immunologiczne i zapalne (ryc. (Figure11).

Rysunek 1 

Schematyczne przedstawienie interakcji między glukokortykoidami, oreksynami i układem cholinergicznym w regulacji reakcji na stres. Stres aktywuje uwalnianie glukokortykoidów z nadnerczy, które następnie przekazują informację zwrotną do mózgu i celu ...

Powtarzające się traumatyczne zdarzenia wywołują długotrwałe zmiany w zachowaniu, które wpływają na zachowania poznawcze, emocjonalne i społeczne, które ostatecznie zapewniają organizmowi ochronę lub przetrwanie. Zdolność radzenia sobie ze stresem może zależeć od reaktywności osi HPA danej osoby, która z kolei może przewidywać prawdopodobieństwo rozwoju zaburzeń neuropsychiatrycznych, takich jak uzależnienie. Jednakże pod wpływem przewlekłego stresu to sprzężenie zwrotne zostaje rozregulowane, co prowadzi do różnych zespołów nieprzystosowawczych, takich jak lęk i różne formy zaburzeń depresyjnych.1, 5, 29-,33) oraz uzależnienia, w tym uzależnienie od alkoholu (34). Wykazano, że rozregulowanie osi HPA pod wpływem przewlekłego i niekontrolowanego stresu prowadzi do nieprawidłowego wydzielania GC (35, 36). GR pośredniczą w adaptacji do stresu i regulują zakończenie reakcji na stres poprzez ujemne sprzężenie zwrotne na poziomie osi HPA (30-,32). GC mogą dynamicznie regulować wrażliwość tkanek w sposób stochastyczny (5) i kontrolować reakcję na chroniczny stres. GC regulują wrażliwość tkanek i narządów poprzez modulowanie sygnalizacji GR, dostępności ligandów, ekspresji izoform receptora, krążenia wewnątrzkomórkowego i asocjacji promotorów.30-,32).

Receptory glukokortykoidowe w nieadaptacyjnych reakcjach na stres: rola zmian w plastyczności ciała migdałowatego

Ciało migdałowate to kluczowy obszar mózgu zaangażowany w przetwarzanie stresu, strachu i warunkowania Pawłowa, a także miejsce, w którym oddziałują sygnały neuroendokrynne stymulowane strachem i stresem. Zaproponowano, że równowaga między uczeniem się w hipokampie i ciele migdałowatym jest ważna dla określenia wyborów behawioralnych dotyczących radzenia sobie ze stresem. Przewlekły stres ograniczający zwiększa wzrost dendrytów i gęstość kręgosłupa w ciele podstawno-bocznym ciała migdałowatego (BLA), co kontrastuje z jego rolą w hipokampie. Zmiany w hipokampie powracają do stanu wyjściowego podczas powrotu do zdrowia, podczas gdy zmiany w ciele migdałowatym są długotrwałe (37). Czynniki neurotroficzne, takie jak BDNF, pośredniczą w wywołanych stresem zmianach w tych obszarach mózgu. Niedawne badania wykazały, że zwiększone poziomy BDNF stwierdza się w odpowiedzi na chroniczny stres w BLA, podczas gdy obniżone poziomy zaobserwowano w hipokampie.38). Wydaje się, że zwierzęta, które uciekają przed agresywnymi interakcjami, mają silniejszy profil ekspresji BDNF w hipokampie i mniej w ciele migdałowatym, podczas gdy zachowanie odwrotne (pozostanie i zwrócenie się twarzą do przeciwnika) ma odwrotny skutek (39). Zatem stres aktywuje czynniki neurotroficzne w różnych obszarach mózgu i uważa się, że pośredniczy w nim układ GR. Myszy z ukierunkowaną delecją genetyczną GR, szczególnie w centralnym jądrze ciała migdałowatego (CeA), ale nie w przodomózgowiu, mają zmniejszoną reakcję warunkowego strachu (40). Natomiast ukierunkowane uszkodzenie GR w przodomózgowiu, z wyłączeniem CeA, nie miało takiego efektu. Wiadomo, że GR w BLA biorą udział w konsolidacji emocjonalnie wzbudzających i stresujących doświadczeń u gryzoni i ludzi poprzez interakcję z noradrenaliną. Badania na ludziach wykazały, że interakcje między aktywnością noradrenergiczną a glukokortykoidowymi hormonami stresu mogą powodować zakłócenia w neuronalnych podstawach działania ukierunkowanego na cel i nawykowego uczenia się na bodziec-reakcja (41). Niedawno wykazano, że po ostrym stresie indukcja LTP jest ułatwiona w BLA zarówno poprzez aktywację β-adrenergiczną, jak i GR (42). Podsumowując, istnieją specyficzne dla obwodu zmiany leżące u podstaw uczenia się w stresujących warunkach. Zwierzęta podatne na stres wykazują większy wzrost aktywności synaptycznej w obwodach związanych ze strachem, takich jak ciało migdałowate, w porównaniu ze zwierzętami odpornymi na stres.

Glukokortykoidy powodują zmiany plastyczności hipokampa i obszarów korowych w odpowiedzi na stres

Receptory glukokortykoidowe w hipokampie kontrolują homeostazę w zdrowych warunkach, a następnie odgrywają rolę w napędzaniu zmian plastyczności w odpowiedzi na warunki stresowe (43, 44). Doświadczenia z wczesnego życia, które ostatecznie kontrolują reakcję HPA jednostki na bodźce stresowe, są modulowane przez ekspresję genu GR w hipokampie i korze czołowej.45). Hipokampowe GR odgrywają rolę w tworzeniu długotrwałej pamięci polegającej na unikaniu hamowania u szczurów poprzez indukcję zależnych od CaMKIIα-BDNF-CREB szlaków plastyczności nerwowej (46). W oddzielnym badaniu przewlekła ekspozycja na kortykosteron spowodowała upośledzenie zdolności uczenia się i reagowania na reakcje (47). Uważa się, że konsolidacja pamięci odbywa się za pośrednictwem GR, podczas gdy ocena i reakcje na nowe informacje są przetwarzane przez MR. Badania na ludziach i gryzoniach sugerują, że w stresujących warunkach następuje przejście od pamięci poznawczej, w której pośredniczy hipokamp, ​​do pamięci nawykowej, w której pośredniczy jądro ogoniaste.48, 49). W rzeczywistości myszy z niedoborem receptorów MR mają upośledzoną pamięć przestrzenną, jednakże przed dalszym pogorszeniem została uratowana przez pamięć odpowiedzi na bodziec po stresie (50). Podobnie, w następstwie ostrego stresora, GR są aktywowane i indukują plastyczność synaptyczną w PFC poprzez zwiększenie handlu i funkcji NMDAR i AMPAR (51). Co więcej, gdy MR ulegał nadekspresji w przodomózgowiu myszy przy użyciu napędzanej promotorem CAMkIIa ekspresji ludzkiego cDNA MR znakowanego HA, myszy wykazywały lepszą pamięć przestrzenną, zmniejszony lęk bez zmiany wyjściowych reakcji na stres HPA (52). Istnieje coraz więcej dowodów na to, że GC uczestniczą w tworzeniu wspomnień w określonych obwodach, które regulują reakcje na stres, a w konsekwencji reakcje na nadużywane substancje i alkohol.

Glukokortykoidy w rozwoju uzależnienia

Przewlekła ekspozycja na stres prowadzi do zmian w homeostatycznym funkcjonowaniu GC (29). Ponadto po uzależnieniu od alkoholu następuje znaczne rozregulowanie osi HPA. Wykazano, że ostre dobrowolne samopodawanie etanolu zwiększa poziom kortykosteronu, natomiast długoterminowa ekspozycja na etanol u gryzoni powoduje stępioną reakcję, co sugeruje, że uzależnienie od alkoholu prowadzi do rozregulowania osi HPA (53). Przejściowa nadekspresja GR u młodych zwierząt jest zarówno konieczna, jak i wystarczająca, aby wywołać głębokie zmiany w transkryptomie w określonych obszarach mózgu, prowadząc do utrzymującego się przez całe życie wzrostu podatności na stany lękowe i nadużywanie narkotyków (54). Zmodyfikowane transkrypty powiązano z sygnalizacją GR i przewodnictwem aksonów w zakręcie zębatym oraz sygnalizacją receptora dopaminy w jądrze półleżącym (NAc) (54). Co więcej, u niektórych osób po ekspozycji na stres i traumę psychiczną GC mogą sprzyjać eskalacji zachowań związanych z zażywaniem narkotyków i powodować upośledzenie osi HPA. GC mogą powodować uwrażliwienie krzyżowe z działaniem leków pobudzających na transmisję dopaminy w obrębie mezolimbicznego układu nagrody/wzmocnienia dopaminy (55) i zwiększają podatność na rozwój zachowań uzależniających (56-,58) poprzez zwiększenie siły synaptycznej synaps dopaminergicznych (59). Co ważne, wykazano, że reakcje dopaminowe w rdzeniu NAc, ale nie w otoczce, reagują na wahania poziomów GC (60). Niedobory genu GR u myszy, szczególnie w neuronach dopaminergicznych wykazujących ekspresję receptorów dopaminy D1, które otrzymują sygnał dopaminergiczny, zmniejszyły samopodawanie kokainy i odpalanie komórek dopaminy (61). Ostra ekspozycja lub narażenie na etanol przypominające upijanie się zmienia poziomy GC i promuje ekspresję genów regulowaną przez GC PFC (62) i neurodegenerację zależną od GR typu II (63). GC indukują związaną z etanolem plastyczność synaps glutaminergicznych, która, jak zaproponowano, leży u podstaw rozwoju uzależnienia od etanolu, omówiono w (64).

Wykazano, że istnieje korelacja pomiędzy ostrym odstawieniem alkoholu a obniżeniem poziomu mRNA GR w PFC, NAc i jądrze łożyska prążka końcowego (BNST), podczas gdy przedłużająca się abstynencja alkoholowa koreluje ze zwiększonym poziomem mRNA GR w rdzeniu NAc, brzusznym BNST i CeA (65, 66), recenzja w (67). Zaproponowano przejście od początkowego dobrowolnego zażywania narkotyków do późniejszego kompulsywnego zażywania narkotyków, aby odzwierciedlić przejście od nastawionej na cel do nawykowej kontroli zachowań (68). Badacze proponują, aby ostre czynniki stresogenne przywróciły nawykowe reagowanie na sygnały związane z narkotykami, a powtarzający się stres może sprzyjać przejściu od dobrowolnego do przymusowego zażywania narkotyków. GC są idealnie przygotowane do regulowania różnorodnych systemów modulujących rozwój uzależnienia. W poniższych sekcjach dokonujemy przeglądu wzajemnego oddziaływania między GC a układami oreksynergicznym i cholinergicznym.

Układ oreksinergiczny

Najbardziej zbadane funkcje biologiczne oreksyn/hipokretyn obejmują centralną kontrolę karmienia, snu, homeostazy energetycznej i poszukiwania nagród. Oreksyna-A i oreksyna-B (zwane także hipokretyną-1 i -2) oddziałują z dwoma podtypami receptora oreksyny/hipokretyny, oreksyną1 Receptor (OX1R) i oreksyna2 Receptor (OX2R), który wiąże się z jedną lub obiema oreksyną-A i oreksyną-B (69, 70). Początkowe odkrycia dotyczące roli oreksyn nastąpiły wraz z identyfikacją braków w genach kodujących oreksynę lub receptor OX2R prowadzących do narkolepsji u psów, co sugeruje rolę układu ORX/Hcrt w regulacji snu i czuwania (71, 72). Wykazano, że oreksyna-A i oreksyna-B zwiększają spożycie pokarmu blokowanego przez selektywnych antagonistów (73, 74). Ponadto włókna oreksynergiczne unerwiają różne obszary mózgu zaangażowane w homeostazę energetyczną, takie jak jądro brzuszno-przyśrodkowe podwzgórza, jądro łukowate i PVN podwzgórza.75). Oreksyny regulują funkcje autonomiczne, takie jak regulacja ciśnienia krwi i częstości akcji serca (76). Zatem te neuropeptydy mają wyjątkową zdolność reagowania na stres.

Rola oreksyn w stresie i aktywacji osi HPA

Pobudzenie jest ważnym elementem reakcji na stres, a układ oreksyny jest kluczowym elementem odpowiedzi na stres. Projekcje z jądra okołogrzbietowego i jądra grzbietowo-przyśrodkowego podwzgórza są również powiązane z zachowaniami uzależniającymi, jednak główny nacisk położono na ich rolę w pobudzeniu i towarzyszącym stresie (77). Oreksyny modulują oś HPA w odpowiedzi na różne bodźce stresowe. Ekspresja mRNA preprooreksyny wzrosła w podwzgórzu bocznym (LH) u młodych szczurów po stresie unieruchomienia i u dorosłych szczurów po stresie zimna (78). OX-A aktywuje oś HPA, indukując wydzielanie ACTH i kortykosteronu (79). OX-A, ale nie OX-B, zwiększa wydzielanie glukokortykoidów z kory nadnerczy szczura i człowieka poprzez bezpośrednią stymulację komórek kory nadnerczy poprzez OX1R sprzężony z kaskadą zależną od cyklazy adenylanowej (79) (Rysunek (Figure1) .1). Do komór mózgowych (ICV) podanie OX-A wzmaga uwalnianie ACTH i kortykosteronu (80-,82). Zaproponowano, że neurony oreksyny odgrywają rolę integracyjną, łączącą reakcje autonomiczne z pobudzeniem i/lub czujnością podczas reakcji walki lub ucieczki (83) (Rysunek (Figure22).

Rysunek 2 

Aktywacja glukokortykoidów, oreksynergicznych i cholinergicznych obszarów mózgu zaangażowanych w stres i uzależnienie od narkotyków. Receptory glukokortykoidowe w hipokampie i ciele migdałowatym pośredniczą w skutkach stresu i konsolidacji strasznych wspomnień. GC również ...

Rola oreksyn w uzależnieniu

Oprócz wielu funkcji pełnionych przez oreksyny, najbardziej intrygująca jest ich rola w układzie nagrody. Neurony zawierające oreksynę wystają z LH do brzusznego obszaru nakrywkowego (VTA) i NAc, obszarów mózgu tworzących mezolimbiczną „ścieżkę nagrody” (84-,86). Ostatnio powiązano OXR z motywacyjnym popędem do substancji uzależniających, takich jak morfina, kokaina (87-,91) i alkohol (92-,97). OX1R odgrywa specyficzną rolę w samodzielnym podawaniu etanolu, sygnalizowaniu i nawrotach wywołanych stresem, co omówiono w (98) z pokazaną bardziej ograniczoną rolą OX2R (99). Układ oreksynowy jest również powiązany z nawrotem używania narkotyków. OX1R odgrywa rolę w przywróceniu kokainy wywołanym szokiem stopy (100, 101) i wywołane sygnałem i johimbiną przywrócenie poszukiwania etanolu (94, 96, 102).

Centralne wypustki ciała migdałowatego regulują oś HPA i unerwiają neurony zawierające oreksynę w bocznym podwzgórzu. Rozszerzone ciało migdałowate, które obejmuje CeA, BNST i NAc, to krytyczne obszary mózgu przetwarzające zachowania emocjonalne, takie jak lęk, strach, stres i uzależnienie od narkotyków. W szczególności wykazano, że CeA i BNST odgrywają ważną rolę w zachowaniach związanych z lękiem i dobrowolnym spożyciu etanolu (103). Wykazano, że rozszerzone ciało migdałowate, w tym CeA, odgrywa kluczową rolę w powrocie do uzależnień. Inaktywacja CeA, ale nie BLA, zapobiega przywróceniu poszukiwania kokainy wywołanemu wstrząsem stopy (104). We wszystkich tych obszarach mózgu obserwuje się również gęste unerwienie oreksynergiczne (76, 105, 106). Te obszary mózgu wyrażają również peptydy stresu, takie jak czynnik uwalniający kortykotropinę (CRF) i peptydy antystresowe, takie jak neuropeptyd Y (NPY). Obydwa te neuropeptydy mają przeciwstawne działanie w CeA i regulują spożycie etanolu. Wlewy OX-A do BNST powodują reakcje podobne do lęku, mierzone testem interakcji społecznych i testem podwyższonego labiryntu plus, a w działaniu pośredniczą receptory NMDA (107). Niedawne badanie wykazało również, że johimbina aktywuje odpowiedzi oreksynergiczne, ale nie aktywność receptora adrenergicznego, oraz osłabia neuroprzekaźnictwo pobudzające w BNST, co przyczyniło się do przywrócenia wygasłego CPP kokainy (108). Zatem układ oreksynergiczny bierze udział w pośredniczeniu w zachowaniach związanych z poszukiwaniem narkotyków wywołanych stresem, ponieważ rekrutuje wiele obszarów mózgu zaangażowanych w przetwarzanie stresujących bodźców i zachowań uzależniających. Istotne jest zrozumienie udziału oreksyn w nakładaniu się systemów stresu i nagrody. Zidentyfikowanie obwodów pośredniczących w nawrotach nadużywania narkotyków wywołanych stresem będzie konieczne w celu opracowania ukierunkowanych podejść farmakoterapeutycznych w przypadku nawrotów narkotyków wywołanych stresem. Podwójny antagonista receptora oreksyny, suworeksant (109) pomyślnie ukończył badania kliniczne III fazy w leczeniu pierwotnej bezsenności i jest obecnie poddawany przeglądowi przez FDA. Jeśli zostanie zatwierdzony, będzie to pierwszy antagonista oreksyny FDA dostępny w leczeniu zaburzeń snu i może zostać ponownie wykorzystany ze względu na jego skuteczność w leczeniu stresu i zaburzeń uzależnieniowych.

Interakcje układu cholinergicznego z osią HPA

Allostaza, proces przywracania homeostazy po stresie, zachodzi w wyniku interakcji pomiędzy PFC, ciałem migdałowatym i hipokampem za pośrednictwem osi HPA.110-,113). Wykazano, że w tym procesie wiele neuroprzekaźników i neuromodulatorów, takich jak acetylocholina, glutaminian i GABA, ulega zróżnicowanej modulacji. Tutaj dokonujemy przeglądu zaangażowania składników szlaku cholinergicznego w reagowaniu na stres, utrzymywaniu go, a nawet zaostrzaniu.

Składnikami szlaku cholinergicznego są – ligand, acetylocholina (ACh); enzym odpowiedzialny za rozkład acetylocholiny, acetylocholinoesteraza (AChE); enzym biorący udział w syntezie ACh, acetylotransferazy cholinowej (ChAT); oraz receptory acetylocholiny, nikotynowy receptor acetylocholiny (nAChR) i muskarynowy receptor acetylocholiny (mAChR). Koncentrujemy się szczególnie na receptorze nikotynowym – nAChR – w odniesieniu do cholinergicznej reakcji na stres. Koncentrując się na Szlak nAChR-cholinergiczny, naszym celem nie jest sugerowanie, że nAChR jest jedynym lub ważniejszym czynnikiem pośredniczącym w reakcjach na stres. Celem tego przeglądu jest raczej podkreślenie interakcji szlaku glukokortykoidowego (za pośrednictwem HPA) i szlaku cholinergicznego nAChR w odniesieniu do stresu.

Powszechnie wiadomo, że nAChR biorą udział w uczeniu się i zapamiętywaniu (114, 115). Ponadto dobrze poznano również negatywny wpływ przewlekłego stresu na pamięć (116, 117). Rzeczywiście, już w 1968 roku uznano, że hipokamp jest strukturą docelową dla hormonów stresu (118) z obserwacjami, że acetylocholina uwalnia się do hipokampa (119, 120) wzrosła w różnych modelach naprężeń (121). Transgeniczne modele myszy z nokautem wykazały znaczenie α4 (122), β3 (123) i β4 (124) Podjednostki nAChR w pośredniczeniu w anksjogennych skutkach stresu. Co więcej, myszy z nokautem α5 i β4 są mniej wrażliwe na nikotynę (125, 126), silny środek przeciwlękowy (127-,129) w niższych dawkach (130). Rzeczywiście, wykazano, że nAChR α7 i α4β2, które są głównymi celami nikotyny, zapewniają działanie neuroprotekcyjne za pośrednictwem nikotyny w wywołanym stresem upośledzeniu pamięci zależnej od hipokampa (131). Wykazano, że hipokamp wywiera hamujący wpływ na oś HPA (132-,136), obniżając w ten sposób stres. Podsumowując, wydaje się, że nAChR w różny sposób koordynuje reakcje na stres za pośrednictwem różnych podjednostek.

Aktywacja reakcji na stres wynika z kaskadowego wypływu CRH, ACTH i kortyzolu. Wykazano, że nikotyna, silny ligand nAChR, w stosunkowo dużych dawkach (2.5–5.0 μg/kg) powoduje zależny od dawki wzrost ACTH (137) i jej antagonista, mekamylamina, blokują stymulowane nikotyną uwalnianie ACTH (137, 138). W mózgu regionem odpowiedzialnym za uwalnianie ACTH za pośrednictwem CRH jest obszar okołokomórkowy PVN (pcPVN) podwzgórza (139, 140). Wykazano jednak, że nikotyna pośredniczy w uwalnianiu ACTH poprzez receptory nikotynowe w jądrze pasma solitarius (NTS) (141, 142). NTS następnie pośredniczy w potencjałach czynnościowych poprzez różne aferenty do pcPVN (143, 144). nAChR w NTS znajdują się presynaptycznie na projekcjach glutaminergicznych do pcPVN (145, 146). Ponadto podjednostki nAChR zaangażowane w zależne od nikotyny działanie ACTH na tym szlaku to podjednostki β4-zawierające nAChR (najprawdopodobniej α3β4), ale nie α4β2 jak określono na podstawie pomiarów mEPSC w obecności DHβE, silnego α4β2 inhibitor lub cytyzyna, silny β4-agonista nAChR (146). Dlatego też, podczas gdy α4β2 i α7 Podjednostki nAChR modulują role zależne od nikotyny gdzie indziej (131), w NTS jest to inny podtyp (146), wskazując po raz kolejny na różnicową modulację naprężenia opartą na nAChR (rysunek (Figure11).

Interakcje glukokortykoidów z układem cholinergicznym

Wykazano, że glukokortykoidy bezpośrednio hamują aktywność nAChR (147-,149). Potwierdza to fakt, że stres powoduje obniżenie poziomu nAChR w korze mózgowej i śródmózgowiu szczura.150). Ponadto wykazano, że antagoniści steroidów zwiększają ekspresję nAChR (151). To, że GC mogą bezpośrednio wpływać na aktywność nAChR poprzez wiązanie z receptorem lub zmianę poziomów ekspresji, można wyjaśnić obecnością elementów odpowiedzi na glukokortykoidy (GRE) w genach transkrypcyjnych α7 podjednostka nAChR – CHRNA7 (152). Rzeczywiście, GRE zidentyfikowano także w genach ChAT (153) i AChE (154), składniki szlaku cholinergicznego. Konieczne są dalsze badania, aby zbadać dokładny wpływ tych GRE na ten szlak, a także sprawdzić, czy te GRE są również obecne na innych genach nAChR.

Wykazano, że stres wpływa również na inne elementy szlaku cholinergicznego. Wykazano, że AChE, odpowiedzialna za terminową degradację ACh, jest regulowana poprzez alternatywny splicing, modyfikując w ten sposób neurotransmisję (155). Rzeczywiście, potranskrypcyjna modyfikacja AChE miRNA ze zwykłego AChE-S do postaci odczytanej AChE-R zmienia transmisję cholinergiczną (156). Dodatkowo potranskrypcyjna modulacja AChE, również poprzez miRNA, powoduje defekty poznawcze związane z hipokampem (157). Jak stwierdzono wcześniej, ekspresja AChE jest kontrolowana na poziomie genomu poprzez GRE (154) podobnie jak Czat (153). Wykazano również, że poziom białka ChAT spada z powodu przewlekłego stresu (158). Na poziomie epigenetycznym istnieje indukowana stresem epigenetyczna pamięć transkrypcyjna AChE poprzez HDAC4 (159). Co ciekawe, w tym badaniu GRE zidentyfikowano także w HDAC4 (159), co sugeruje bezpośredni epigenetyczny wpływ stresu na AChE. Wszystkie te wyniki wskazują na wieloaspektowy mechanizm, dzięki któremu wywołana stresem odpowiedź cholinergiczna jest regulowana bez nadmiernego wyrażania jej reakcji, co niewątpliwie prowadziłoby do różnych neuropatologii związanych ze stresem, takich jak PTSD (zespół stresu pourazowego).160, 161), uzależnienie od alkoholu (162, 163) oraz uzależnienie od innych substancji uzależniających (164, 165).

Podsumowując, udział różnych podtypów nAChR w różnych obszarach mózgu wraz z modulacją szlaku cholinergicznego na różnych etapach, takich jak modyfikacje transkrypcyjne, potranskrypcyjne i epigenetyczne, wskazują na precyzyjnie modulowany system zarówno czasowo, jak i przestrzennie jest dostosowany do reagowania na różne czynniki stresogenne, z którymi mamy do czynienia w życiu codziennym. Wreszcie, chociaż niniejszy przegląd skupił się na nAChR i szlaku cholinergicznym, nie można niedoceniać zaangażowania receptora muskarynowego i niezliczonej liczby innych obwodów nerwowych. Rzeczywiście ostatecznym celem tej dziedziny badań jest wystarczające zrozumienie zawiłych wzajemnych zależności pomiędzy różnymi ścieżkami i obwodami nerwowymi, co ostatecznie umożliwi złagodzenie zachorowań wywołanych stresem poprzez opracowanie skuteczniejszych strategii farmakoterapeutycznych przeciwko stresowi.

Strategie farmakoterapeutyczne

Istnieje wiele dowodów wskazujących, że GR typu II są ważnymi celami terapeutycznymi w leczeniu zaburzeń wynikających z nieadaptacyjnych reakcji na stres. Mifepriston, znany również jako RU486, jest pochodną 19-norprogestyny ​​noretindronu i silnie konkuruje z GR typu II i receptorami progesteronu (PR). Wykazano, że mifepriston ogranicza powrót do poszukiwania etanolu i eskalację picia w dwóch różnych modelach zwierzęcych (66, 166). Ponadto wykazano, że mifepriston skutecznie ogranicza samopodawanie amfetaminy (167), kokaina (168, 169), morfina (170) i etanol (57, 66, 162, 166, 171-,175). Niedawne badanie wykazało również skuteczność mifepristonu w zmniejszaniu objawów odstawienia alkoholu (176). Działanie przeciwglikokortykoidowe mifepristonu sprawiło, że jest on potencjalnym lekiem na zespół Cushinga (177) oraz zaburzenia neurologiczne i psychiczne (178-,183). Mifepriston oferuje obiecujący sposób na tymczasowe zresetowanie układu reakcji na stres, który stał się nieprzystosowany w wyniku przewlekłego i długotrwałego spożywania alkoholu.

Wnioski

Uczenie się radzenia sobie z życiem i/lub stresem lub uczenie się bycia podatnym na stres obejmuje dynamiczną regulację plastyczności obwodów mózgowych, które regulują ścieżki reakcji na stres. Ponieważ mózg można przebudować na podstawie doświadczenia, a obwody nerwowe można przystosować i dynamicznie regulować, sugeruje to, że możliwa jest zmiana mózgu lub nauczenie się, jak radzić sobie ze stresem i przezwyciężyć uzależnienie oraz nauczyć się, jak stać się bardziej odpornym. Stopniowo odkrywane są ścieżki i obwody molekularne regulujące odporność, co zapewni możliwości zidentyfikowania nowych strategii przezwyciężających wpływ uzależnienia na mózg w połączeniu z możliwymi nowatorskimi strategiami farmakoterapeutycznymi ukierunkowanymi na ścieżki sprzyjające odporności. W tym przeglądzie skupiliśmy się na roli hormonów glukokortykoidowych, ponieważ mają one zdolność zapewniania ogólnoustrojowej informacji zwrotnej podczas ostrego i przewlekłego stresu oraz umożliwiają badanie i resetowanie sieci mózgowych. Zrozumienie mechanizmów molekularnych rządzących mechanizmami wykorzystywanymi przez mózg do ochrony przed szkodliwymi skutkami stresu zapewni nowe, ekscytujące możliwości w neuronauce.

Oświadczenie o konflikcie interesów

Autorzy oświadczają, że badanie zostało przeprowadzone przy braku jakichkolwiek powiązań handlowych lub finansowych, które mogłyby być interpretowane jako potencjalny konflikt interesów.

Podziękowanie

Praca ta została wsparta dofinansowaniem ze stypendium ARC Future Fellowship (Selena E. Bartlett).

Referencje

1. McEwen BS. Ochrona i uszkodzenia spowodowane ostrym i przewlekłym stresem: allostaza i przeciążenie allostatyczne oraz znaczenie dla patofizjologii zaburzeń psychicznych. Ann NY Acad Sci (2004) 1032:1–710.1196/annals.1314.001 [PubMed] [Cross Ref]
2. Russo SJ, Murrough JW, Han MH, Charney DS, Nestler EJ. Neurobiologia odporności. Nat Neurosci (2012) 15:1475–8410.1038/nn.3234 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
3. Nechvatal JM, Lyon DM. Radzenie sobie zmienia mózg. Front Behav Neurosci (2013) 7:13.10.3389/fnbeh.2013.00013 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
4. De Kloet ER, Vreugdenhil E, Oitzl MS, Joels M. Równowaga receptorów kortykosteroidów w mózgu w zdrowiu i chorobie. Endocr Rev (1998) 19:269–30110.1210/er.19.3.269 [PubMed] [Cross Ref]
5. Kino T. Wrażliwość tkankowa na glukokortykoidy: poza stochastyczną regulacją różnorodnego działania glukokortykoidów. Horm Metab Res (2007) 39:420–410.1055/s-2007-980193 [PubMed] [Cross Ref]
6. McEwen BS, De Kloet ER, Rostene W. Receptory steroidowe nadnerczy i działanie w układzie nerwowym. Physiol Rev (1986) 66:1121–88 [PubMed]
7. Liebal UW, Millat T, Marles-Wright J, Lewis RJ, Wolkenhauer O. Symulacje aktywacji stresosomów podkreślają allosteryczne interakcje pomiędzy RsbR i RsbT. BMC Syst Biol (2013) 7:3.10.1186/1752-0509-7-3 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
8. Marles-Wright J, Grant T, Delumeau O, van Duinen G, Firbank SJ, Lewis PJ i in. Architektura molekularna „stresosomu”, centrum integracji i transdukcji sygnału. Nauka (2008) 322:92–610.1126/science.1159572 [PubMed] [Cross Ref]
9. Selye H. Znaczenie nadnerczy w adaptacji. Nauka (1937) 85:247–810.1126/science.85.2201.247 [PubMed] [Cross Ref]
10. Herman JP, Figueiredo H, Mueller NK, Ulrich-Lai Y, Ostrander MM, Choi DC i in. Centralne mechanizmy integracji stresu: hierarchiczne obwody kontrolujące reakcję podwzgórza-przysadki-kory nadnerczy. Przedni neuroendokrynol (2003) 24:151–8010.1016/j.yfrne.2003.07.001 [PubMed] [Cross Ref]
11. Ulrich-Lai YM, Herman JP. Neuronalna regulacja endokrynologicznych i autonomicznych reakcji na stres. Nat Rev Neurosci (2009) 10:397–40910.1038/nrn2647 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
12. Arriza JL, Simerly RB, Swanson LW, Evans RM. Neuronowy receptor mineralokortykoidów jako mediator odpowiedzi glukokortykoidowej. Neuron (1988) 1:887–90010.1016/0896-6273(88)90136-5 [PubMed] [Cross Ref]
13. Arriza JL, Weinberger C, Cerelli G, Glaser TM, Handelin BL, Housman DE i in. Klonowanie komplementarnego DNA ludzkiego receptora mineralokortykoidów: strukturalne i funkcjonalne pokrewieństwo z receptorem glukokortykoidowym. Nauka (1987) 237:268–7510.1126/science.3037703 [PubMed] [Cross Ref]
14. Reul JM, de Kloet ER. Dwa systemy receptorów dla kortykosteronu w mózgu szczura: mikrodystrybucja i zajęcie różnicowe. Endokrynologia (1985) 117:2505–1110.1210/endo-117-6-2505 [PubMed] [Cross Ref]
15. Aronsson M, Fuxe K, Dong Y, Agnati LF, Okret S, Gustafsson JA. Lokalizacja mRNA receptora glukokortykoidowego w mózgu samca szczura poprzez hybrydyzację in situ. Proc Natl Acad Sci USA (1988) 85:9331–510.1073/pnas.85.23.9331 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
16. Gustafsson JA, Carlstedt-Duke J, Poellinger L, Okret S, Wikstrom AC, Bronnegard M i in. Biochemia, biologia molekularna i fizjologia receptora glukokortykoidowego. Endocr Rev (1987) 8:185–23410.1210/edrv-8-2-185 [PubMed] [Cross Ref]
17. Spencer RL, Młody EA, Choo PH, McEwen BS. Wiązanie receptorów steroidów nadnerczowych typu I i typu II: szacunki liczby receptorów in vivo, obłożenia i aktywacji przy różnym poziomie steroidów. Brain Res (1990) 514:37–4810.1016/0006-8993(90)90433-C [PubMed] [Cross Ref]
18. Groeneweg FL, Karst H, de Kloet ER, Joels M. Szybkie niegenomowe działanie kortykosteroidów i ich rola w ośrodkowej reakcji na stres. J Endocrinol (2011) 209:153–6710.1530/JOE-10-0472 [PubMed] [Cross Ref]
19. de Kloet ER, Karst H, Joels M. Hormony kortykosteroidowe w centralnej reakcji na stres: szybkie i wolne. Front Neuroendocrinol (2008) 29:268–7210.1016/j.yfrne.2007.10.002 [PubMed] [Cross Ref]
20. Hinz B, Hirschelmann R. Szybkie niegenomowe działanie zwrotne glukokortykoidów na indukowane CRF wydzielanie ACTH u szczurów. Pharm Res (2000) 17:1273–710.1023/A:1007652908104 [PubMed] [Cross Ref]
21. Sapolsky RM, Romero LM, Munck AU. Jak glukokortykoidy wpływają na reakcję na stres? Integracja działań permisywnych, tłumiących, stymulujących i przygotowawczych. Endocr Rev (2000) 21:55–8910.1210/er.21.1.55 [PubMed] [Cross Ref]
22. Grino M, Burgunder JM, Eskay RL, Eiden LE. Początek reakcji kortykotrofów przedniego płata przysadki mózgowej na glukokortykoidy w trakcie rozwoju jest zaplanowany na podstawie czynnika uwalniającego kortykotropinę. Endokrynologia (1989) 124:2686–9210.1210/endo-124-6-2686 [PubMed] [Cross Ref]
23. Keller-Wood ME, Dallman MF. Kortykosteroidowe hamowanie wydzielania ACTH. Endocr Rev (1984) 5:1–2410.1210/edrv-5-1-1 [PubMed] [Cross Ref]
24. Tasker JG, Di S, Malcher-Lopes R. Minireview: szybka sygnalizacja glukokortykoidów za pośrednictwem receptorów związanych z błoną. Endokrynologia (2006) 147:5549–5610.1210/en.2006-0981 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
25. Di S, Malcher-Lopes R, Halmos KC, Tasker JG. Niegenomowe hamowanie glukokortykoidów poprzez uwalnianie endokannabinoidów w podwzgórzu: mechanizm szybkiego sprzężenia zwrotnego. J. Neurosci (2003) 23:4850–7 [PubMed]
26. Evanson NK, Tasker JG, Hill MN, Hillard CJ, Herman JP. Szybkie hamowanie zwrotne osi HPA przez glukokortykoidy odbywa się za pośrednictwem sygnalizacji endokannabinoidowej. Endokrynologia (2010) 151:4811–910.1210/en.2010-0285 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
27. Karst H, Berger S, Turiault M, Tronche F, Schutz G, Joels M. Receptory mineralokortykoidów są niezbędne do niegenomowej modulacji transmisji glutaminianu w hipokampie przez kortykosteron. Proc Natl Acad Sci USA (2005) 102:19204–710.1073/pnas.0507572102 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
28. Qiu S, Champagne DL, Peters M, Catania EH, Weeber EJ, Levitt P i in. Utrata białka błonowego związanego z układem limbicznym prowadzi do zmniejszenia ekspresji receptorów mineralokortykoidów w hipokampie, upośledzenia plastyczności synaptycznej i deficytu pamięci przestrzennej. Biol Psychiatry (2010) 68:197–20410.1016/j.biopsych.2010.02.013 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
29. Barik J, Marti F, Morel C, Fernandez SP, Lanteri C, Godeheu G i in. Przewlekły stres wywołuje niechęć społeczną poprzez receptor glukokortykoidowy w neuronach dopaminoreceptywnych. Nauka (2013) 339:332–510.1126/science.1226767 [PubMed] [Cross Ref]
30. De Kloet ER, Reul JM. Działanie zwrotne i toniczny wpływ kortykosteroidów na funkcjonowanie mózgu: koncepcja wynikająca z heterogeniczności układów receptorów mózgowych. Psychoneuroendokrynologia (1987) 12:83–10510.1016/0306-4530(87)90040-0 [PubMed] [Cross Ref]
31. Diorio D, Viau V, Meaney MJ. Rola przyśrodkowej kory przedczołowej (zakrętu obręczy) w regulacji odpowiedzi podwzgórze-przysadka-nadnercza na stres. J. Neurosci (1993) 13:3839–47 [PubMed]
32. Magarinos AM, Somoza G, De Nicola AF. Negatywne sprzężenie zwrotne dla glukokortykoidów i receptory glukokortykoidów po hipokampektomii u szczurów. Horm Metab Res (1987) 19:105–910.1055/s-2007-1011753 [PubMed] [Cross Ref]
33. McEwen BS, Stellar E. Stres a jednostka. Mechanizmy prowadzące do choroby. Arch Intern Med (1993) 153:2093–10110.1001/archinte.153.18.2093 [PubMed] [Cross Ref]
34. Koob GF. Rola systemów stresu mózgowego w uzależnieniu. Neuron (2008) 59:11–3410.1016/j.neuron.2008.06.012 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
35. Holsboer F, von Bardeleben U, Wiedemann K, Muller OA, Stalla GK. Serialna ocena odpowiedzi hormonu uwalniającego kortykotropinę po deksametazonie w depresji. Implikacje dla patofizjologii braku tłumienia czasu letniego. Biol Psychiatry (1987) 22:228–3410.1016/0006-3223(87)90237-X [PubMed] [Cross Ref]
36. Nemeroff CB, Widerlov E, Bissette G, Walleus H, Karlsson I, Eklund K i in. Podwyższone stężenia immunoreaktywności podobnej do czynnika uwalniającego kortykotropinę w płynie mózgowo-rdzeniowym u pacjentów z depresją. Nauka (1984) 226:1342–410.1126/science.6334362 [PubMed] [Cross Ref]
37. Vyas A, Mitra R, Shankaranarayana Rao BS, Chattarji S. Przewlekły stres indukuje kontrastujące wzorce przebudowy dendrytycznej w neuronach hipokampa i ciała migdałowatego. J. Neurosci (2002) 22:6810–8 [PubMed]
38. Lakshminarasimhan H, Chattarji S. Stres prowadzi do kontrastującego wpływu na poziom neurotroficznego czynnika pochodzenia mózgowego w hipokampie i ciele migdałowatym. PLoS ONE (2012) 7:e30481.10.1371/journal.pone.0030481 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
39. Arendt DH, Smith JP, Bastida CC, Prasad MS, Oliver KD, Eyster KM i in. Kontrastująca ekspresja genów związanych z plastycznością neuronów w hipokampie i ciele migdałowatym podczas ucieczki przed agresją społeczną. Physiol Behav (2012) 107:670–910.1016/j.physbeh.2012.03.005 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
40. Kolber BJ, Roberts MS, Howell MP, Woźniak DF, Sands MS, Muglia LJ. Działanie centralnego receptora glukokortykoidowego ciała migdałowatego sprzyja aktywacji i warunkowaniu CRH związanej ze strachem. Proc Natl Acad Sci USA (2008) 105:12004–910.1073/pnas.0803216105 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
41. Schwabe L, Tegenthoff M, Hoffken O, Wolf OT. Jednoczesna aktywność glukokortykoidów i noradrenergii zakłóca neuronalne podstawy działania ukierunkowanego na cel w ludzkim mózgu. J Neurosci (2012) 32:10146–5510.1523/JNEUROSCI.1304-12.2012 [PubMed] [Cross Ref]
42. Sarabdjitsingh RA, Kofink D, Karst H, de Kloet ER, Joels M. Indukowane stresem wzmocnienie plastyczności synaptycznej ciała migdałowatego myszy zależy od aktywności glukokortykoidów i β-adrenergicznej. PLoS ONE (2012) 7:e42143.10.1371/journal.pone.0042143 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
43. Gourley SL, Swanson AM, Koleske AJ. Przebudowa neuronowa wywołana kortykosteroidami przewiduje wrażliwość i odporność behawioralną. J. Neurosci (2013) 33:3107–1210.1523/JNEUROSCI.2138-12.2013 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
44. Lehmann ML, Brachman RA, Martinowich K, Schloesser RJ, Herkenham M. Glukokortykoidy wywierają rozbieżny wpływ na nastrój poprzez neurogenezę u dorosłych. J Neurosci (2013) 33:2961–7210.1523/JNEUROSCI.3878-12.2013 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
45. Meaney MJ, Diorio J, Francis D, Widdowson J, LaPlante P, Caldji C i in. Wczesna regulacja środowiskowa ekspresji genów receptora glukokortykoidowego przodomózgowia: implikacje dla reakcji kory nadnerczy na stres. Dev Neurosci (1996) 18:49–7210.1159/000111395 [PubMed] [Cross Ref]
46. ​​Chen DY, Bambah-Mukku D, Pollonini G, Alberini CM. Receptory glukokortykoidowe rekrutują szlaki CaMKIIalfa-BDNF-CREB, aby pośredniczyć w konsolidacji pamięci. Nat Neurosci (2012) 15:1707–1410.1038/nn.3266 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
47. Gourley SL, Swanson AM, Jacobs AM, Howell JL, Mo M, Dileone RJ i in. Kontrola działania odbywa się za pośrednictwem przedczołowego wiązania BDNF i receptora glukokortykoidowego. Proc Natl Acad Sci USA (2012) 109:20714–910.1073/pnas.1208342109 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
48. Schwabe L, Oitzl MS, Philippsen C, Richter S, Bohringer A, Wippich W i in. Stres moduluje wykorzystanie u ludzi strategii uczenia się przestrzennego i reakcji na bodziec. Dowiedz się Mem (2007) 14:109–1610.1101/lm.435807 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
49. Schwabe L, Schachinger H, de Kloet ER, Oitzl MS. Stres upośledza przestrzenne, ale nie wczesne uczenie się na podstawie bodźca-reakcji. Behav Brain Res (2010) 213: 50–510.1016/j.bbr [PubMed] [Cross Ref]
50. ter Horst JP, van der Mark MH, Arp M, Berger S, de Kloet ER, Oitzl MS. Stres czy brak stresu: receptory mineralokortykoidów w przodomózgowiu regulują adaptację behawioralną. Neurobiol Learn Mem (2012) 98:33–4010.1016/j.nlm [PubMed] [Cross Ref]
51. Yuen EY, Liu W, Karatsoreos IN, Ren Y, Feng J, McEwen BS i in. Mechanizmy ostrego, wywołanego stresem wzmocnienia transmisji glutaminergicznej i pamięci roboczej. Mol Psychiatry (2011) 16:156–7010.1038/mp.2010.50 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
52. Lai M, Horsburgh K, Bae SE, Carter RN, Stenvers DJ, Fowler JH i in. Nadekspresja receptorów mineralokortykoidów w przodomózgowiu poprawia pamięć, zmniejsza lęk i osłabia utratę neuronów w niedokrwieniu mózgu. Eur J. Neurosci (2007) 25:1832–4210.1111/j.1460-9568.2007.05427.x [PubMed] [Cross Ref]
53. Richardson HN, Lee SY, O'Dell LE, Koob GF, Rivier CL. Samopodawanie alkoholu ostro stymuluje oś podwzgórze-przysadka-nadnercza, ale uzależnienie od alkoholu prowadzi do osłabienia stanu neuroendokrynnego. Eur J. Neurosci (2008) 28:1641–5310.1111/j.1460-9568.2008.06455.x [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
54. Wei Q, Fentress HM, Hoversten MT, Zhang L, Hebda-Bauer EK, Watson SJ i in. Nadekspresja receptora glukokortykoidowego we wczesnym okresie życia w przodomózgowiu zwiększa zachowania lękowe i uczulenie na kokainę. Biol Psychiatry (2012) 71:224–3110.1016/j.biopsych.2011.07.009 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
55. de Jong IE, de Kloet ER. Glukokortykoidy i wrażliwość na leki psychostymulujące: w stronę substratu i mechanizmu. Ann NY Acad Sci (2004) 1018:192–810.1196/annals.1296.022 [PubMed] [Cross Ref]
56. Marinelli M., Piazza PV. Interakcja hormonów glukokortykoidowych, stresu i leków psychostymulujących. Eur J. Neurosci (2002) 16:387–9410.1046/j.1460-9568.2002.02089.x [PubMed] [Cross Ref]
57. Roberts AJ, Lessov CN, Phillips TJ. Krytyczna rola receptorów glukokortykoidów w uczuleniu narządu ruchu wywołanym stresem i etanolem. J Pharmacol Exp Ther (1995) 275:790–7 [PubMed]
58. Rouge-Pont F, Marinelli M, Le Moal M, Simon H, Piazza PV. Uczulenie wywołane stresem i glukokortykoidy. II. Uwrażliwienie na wzrost zewnątrzkomórkowej dopaminy indukowany przez kokainę zależy od wywołanego stresem wydzielania kortykosteronu. J. Neurosci (1995) 15:7189–95 [PubMed]
59. Saal D, Dong Y, Bonci A, Malenka RC. Narkotyki i stres wyzwalają powszechną adaptację synaptyczną w neuronach dopaminowych. Neuron (2003) 37:577-8210.1016/S0896-6273(03)00021-7 [PubMed] [Cross Ref]
60. Tye SJ, Miller AD, Blaha CD. Zróżnicowana regulacja receptorów kortykosteroidowych wypływu dopaminy z mezopółleżącego mózgu podczas szczytu i nadiru rytmu dobowego: równowaga molekularna w śródmózgowiu? Synapsa (2009) 63:982–9010.1002/syn.20682 [PubMed] [Cross Ref]
61. Ambroggi F, Turiault M, Milet A, Deroche-Gamonet V, Parnaudeau S, Balado E i in. Stres i uzależnienie: receptor glukokortykoidowy w neuronach dopaminoreceptywnych ułatwia poszukiwanie kokainy. Nat Neurosci (2009) 12:247–910.1038/nn.2282 [PubMed] [Cross Ref]
62. Costin BN, Wolen AR, Fitting S, Shelton KL, Miles MF. Rola sygnalizacji glukokortykoidów nadnerczy w ekspresji genów kory przedczołowej i ostrych reakcjach behawioralnych na etanol. Alkohol Clin Exp Res (2013) 37:57–6610.1111/j.1530-0277.2012.01841.x [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
63. Cippitelli A, Damadzic R, Hamelink C, Brunnquell M, Thorsell A, Heilig M i in. Nagłe spożycie etanolu zwiększa poziom kortykosteronu i neurodegnerację, podczas gdy zajęcie receptorów glukokortykoidowych typu II przez mifepriston działa neuroprotekcyjnie. Uzależniony Biol (2012). 10.1111/j.1369-1600.2012.00451.x [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
64. Prendergast MA, Mulholland PJ. Interakcje glukokortykoidów i poliamin w plastyczności synaps glutaminergicznych, które przyczyniają się do uzależnienia od etanolu i uszkodzenia neuronów. Addict Biol (2012) 17:209–2310.1111/j.1369-1600.2011.00375.x [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
65. Little HJ, Croft AP, O'Callaghan MJ, Brooks SP, Wang G, Shaw SG. Selektywne zwiększenie regionalnego poziomu glukokortykoidów w mózgu: nowy efekt przewlekłego alkoholu. Neuroscience (2008) 156:1017–2710.1016/j.neuroscience.2008.08.029 [PubMed] [Cross Ref]
66. Vendruscolo LF, Barbier E, Schlosburg JE, Misra KK, Whitfield TW, Jr., Logrip ML i in. Plastyczność zależna od kortykosteroidów pośredniczy w kompulsywnym piciu alkoholu u szczurów. J Neurosci (2012) 32:7563–7110.1523/JNEUROSCI.0069-12.2012 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
67. Rose AK, Shaw SG, Prendergast MA, Little HJ. Znaczenie glukokortykoidów w uzależnieniu od alkoholu i neurotoksyczności. Alkohol Clin Exp Res (2010) 34:2011–810.1111/j.1530-0277.2010.01298.x [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
68. Yin HH, Mulcare SP, Hilario MR, Clouse E, Holloway T, Davis MI i in. Dynamiczna reorganizacja obwodów prążkowia podczas nabywania i utrwalania umiejętności. Nat Neurosci (2009) 12:333–4110.1038/nn.2261 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
69. de Lecea L, Kilduff TS, Peyron C, Gao X, Foye PE, Danielson PE i in. Hipokretyny: peptydy specyficzne dla podwzgórza o działaniu neuropobudzającym. Proc Natl Acad Sci USA (1998) 95:322–710.1073/pnas.95.1.322 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
70. Sakurai T, Amemiya A, Ishii M, Matsuzaki I, Chemelli RM, Tanaka H i in. Oreksyny i receptory oreksyny: rodzina neuropeptydów podwzgórzowych i receptorów sprzężonych z białkiem G, które regulują zachowania żywieniowe. Komórka (1998) 92:573–8510.1016/S0092-8674(02)09256-5 [PubMed] [Cross Ref]
71. Anaclet C, Parmentier R, Ouk K, Guidon G, Buda C, Sastre JP i in. Oreksyna/hipokretyna i histamina: odmienne role w kontroli czuwania wykazane przy użyciu mysich modeli z nokautem. J. Neurosci (2009) 29:14423–3810.1523/JNEUROSCI.2604-09.2009 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
72. Chemelli RM, Willie JT, Sinton CM, Elmquist JK, Scammell T, Lee C i in. Narkolepsja u myszy z nokautem oreksyny: genetyka molekularna regulacji snu. Komórka (1999) 98:437–5110.1016/S0092-8674(00)81973-X [PubMed] [Cross Ref]
73. Haynes AC, Jackson B, Chapman H, Tadayyon M, Johns A, Porter RA i in. Selektywny antagonista receptora oreksyny-1 zmniejsza spożycie pokarmu u samców i samic szczurów. Regul Pept (2000) 96:45–5110.1016/S0167-0115(00)00199-3 [PubMed] [Cross Ref]
74. Yamada H, Okumura T, Motomura W, Kobayashi Y, Kohgo Y. Hamowanie przyjmowania pokarmu przez centralne wstrzyknięcie przeciwciała przeciw oreksynie u szczurów na czczo. Biochem Biophys Res Commun (2000) 267:527–3110.1006/bbrc.1999.1998 [PubMed] [Cross Ref]
75. Elias CF, Saper CB, Maratos-Flier E, Tritos NA, Lee C, Kelly J i in. Chemicznie zdefiniowane wypustki łączące podwzgórze przyśrodkowo-podstawne i boczny obszar podwzgórza. J Comp Neurol (1998) 402:442–5910.1002/(SICI)1096-9861(19981228)402:4<442::AID-CNE2>3.3.CO;2-I [PubMed] [Cross Ref]
76. Peyron C, Tighe DK, van den Pol AN, de Lecea L, Heller HC, Sutcliffe JG i in. Neurony zawierające hipokretynę (oreksynę) przesyłają impulsy do wielu układów neuronalnych. J. Neurosci (1998) 18:9996–10015 [PubMed]
77. Harris GC, Aston-Jones G. Pobudzenie i nagroda: dychotomia w funkcji oreksyny. Trendy Neurosci (2006) 29:571–710.1016/j.tins.2006.08.002 [PubMed] [Cross Ref]
78. Ida T, Nakahara K, Murakami T, Hanada R, Nakazato M, Murakami N. Możliwe zaangażowanie oreksyny w reakcję stresową u szczurów. Biochem Biophys Res Commun (2000) 270:318–2310.1006/bbrc.2000.2412 [PubMed] [Cross Ref]
79. Kagerer SM, Johren O. Interakcje oreksyn/hipokretyn z funkcjami kory nadnerczy. Acta Physiol (Oxf) (2010) 198:361–7110.1111/j.1748-1716.2009.02034.x [PubMed] [Cross Ref]
80. Al-Barazanji KA, Wilson S, Baker J, Jessop DS, Harbuz MS. Centralna oreksyna-A aktywuje oś podwzgórze-przysadka-nadnercza i stymuluje podwzgórzowy czynnik uwalniający kortykotropinę i neurony wazopresyny argininowej u przytomnych szczurów. J. Neuroendocrinol (2001) 13:421–410.1046/j.1365-2826.2001.00655.x [PubMed] [Cross Ref]
81. Jaszberenyi M, Bujdoso E, Pataki I, Telegdy G. Wpływ oreksyn na układ podwzgórze-przysadka-nadnercza. J Neuroendocrinol (2000) 12:1174–810.1046/j.1365-2826.2000.00572.x [PubMed] [Cross Ref]
82. Kuru M, Ueta Y, Serino R, Nakazato M, Yamamoto Y, Shibuya I i in. Centralnie podawana oreksyna/hipokretyna aktywuje oś HPA u szczurów. Neuroreport (2000) 11:1977–8010.1097/00001756-200006260-00034 [PubMed] [Cross Ref]
83. Kuwaki T, Zhang W. Neurony Orexin i stres emocjonalny. Vitam Horm (2012) 89:135–5810.1016/B978-0-12-394623-2.00008-1 [PubMed] [Cross Ref]
84. Di Chiara G, Imperato A. Etanol preferencyjnie stymuluje uwalnianie dopaminy w jądrze półleżącym swobodnie poruszających się szczurów. Eur J. Pharmacol (1985) 115:131–210.1016/0014-2999(85)90598-9 [PubMed] [Cross Ref]
85. Koob GF, Bloom FE. Komórkowe i molekularne mechanizmy uzależnienia od narkotyków. Nauka (1988) 242:715–2310.1126/science.2903550 [PubMed] [Cross Ref]
86. Mądry RA, Rompre PP. Dopamina mózgowa i nagroda. Annu Rev Psychol (1989) 40:191–22510.1146/annurev.ps.40.020189.001203 [PubMed] [Cross Ref]
87. Borgland SL, Taha SA, Sarti F, Fields HL, Bonci A. Oreksyna A w VTA ma kluczowe znaczenie dla indukcji plastyczności synaptycznej i uwrażliwienia behawioralnego na kokainę. Neuron (2006) 49:589–60110.1016/j.neuron.2006.01.016 [PubMed] [Cross Ref]
88. DiLeone RJ, Georgescu D, Nestler EJ. Boczne neuropeptydy podwzgórza w uzależnieniu od nagrody i narkotyków. Life Sci (2003) 73:759–6810.1016/S0024-3205(03)00408-9 [PubMed] [Cross Ref]
89. Harris GC, Wimmer M, Aston-Jones G. Rola bocznych neuronów oreksyny podwzgórza w poszukiwaniu nagrody. Natura (2005) 437:556–910.1038/natura04071 [PubMed] [Cross Ref]
90. Paneda C, Winsky-Sommerer R, Boutrel B, de Lecea L. Połączenie czynnika uwalniającego kortykotropinę z hipokretyną: implikacje w reakcji na stres i uzależnieniu. Drug News Perspect (2005) 18:250–510.1358/dnp.2005.18.4.908659 [PubMed] [Cross Ref]
91. Pasumarthi RK, Reznikov LR, Fadel J. Aktywacja neuronów oreksyny przez ostrą nikotynę. Eur J. Pharmacol (2006) 535:172–610.1016/j.ejphar.2006.02.021 [PubMed] [Cross Ref]
92. Dayas CV, McGranahan TM, Martin-Fardon R, Weiss F. Bodźce związane z dostępnością etanolu aktywują podwzgórzowe neurony CART i oreksyny w modelu przywracania nawrotu. Biol Psychiatry (2008) 63:152–710.1016/j.biopsych.2007.02.002 [PubMed] [Cross Ref]
93. Jupp B, Krivdic B, Krstew E, Lawrence AJ. Antagonista receptora oreksyny SB-334867 dysocjuje motywacyjne właściwości alkoholu i sacharozy u szczurów. Brain Res (2011) 1391:54–910.1016/j.brainres.2011.03.045 [PubMed] [Cross Ref]
94. Lawrence AJ, Cowen MS, Yang HJ, Chen F, Oldfield B. Układ oreksyny reguluje poszukiwanie alkoholu u szczurów. Br J. Pharmacol (2006) 148:752–910.1038/sj.bjp.0706789 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
95. Moorman DE, Aston-Jones G. Antagonizm receptora oreksyny-1 zmniejsza spożycie etanolu i selektywnie preferuje szczury o wysokiej zawartości etanolu – preferując szczury Sprague – Dawley. Alkohol (2009) 43:379–8610.1016/j.alcohol.2009.07.002 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
96. Richards JK, Simms JA, Steensland P, Taha SA, Borgland SL, Bonci A i in. Hamowanie receptorów oreksyny-1/hipokretyny-1 hamuje wywołane johimbiną przywrócenie poszukiwania etanolu i sacharozy u szczurów Long-Evans. Psychofarmakologia (Berl) (2008) 199:109–1710.1007/s00213-008-1136-5 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
97. Srinivasan S, Simms JA, Nielsen CK, Lieske SP, Bito-Onon JJ, Yi H i in. Podwójny antagonista receptora oreksyny/hipokretyny, almoreksant, działający w brzusznej części nakrywki, osłabia samopodawanie etanolu. PLoS ONE (2012) 7:e44726.10.1371/journal.pone.0044726 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
98. Kim AK, Brown RM, Lawrence AJ. Rola oreksyn / hipokretyn w używaniu i nadużywaniu alkoholu: związek apetyt-nagroda. Front Behav Neurosci (2012) 6:78.10.3389/fnbeh.2012.00078 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
99. Shoblock JR, Welty N, Aluisio L, Fraser I, Motley ST, Morton K i in. Selektywna blokada receptora oreksyny-2 osłabia samopodawanie etanolu, preferencję miejsca i przywracanie. Psychofarmakologia (Berl) (2011) 215:191–20310.1007/s00213-010-2127-x [PubMed] [Cross Ref]
100. Boutrel B, Kenny PJ, Specio SE, Martin-Fardon R, Markou A, Koob GF i in. Rola hipokretyny w pośredniczeniu w wywołanym stresem przywróceniu zachowań związanych z poszukiwaniem kokainy. Proc Natl Acad Sci USA (2005) 102:19168–7310.1073/pnas.0507480102 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
101. Wang B, Ty ZB, Mądry RA. Przywrócenie poszukiwania kokainy przez hipokretynę (oreksynę) w brzusznym obszarze nakrywkowym: niezależność od lokalnej sieci czynników uwalniających kortykotropinę. Biol Psychiatry (2009) 65:857–6210.1016/j.biopsych.2009.01.018 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
102. Jupp B, Krstew E, Dezsi G, Lawrence AJ. Dyskretne poszukiwanie alkoholu uwarunkowane sygnałem po długotrwałej abstynencji: wzór aktywacji nerwowej i zaangażowanie receptorów oreksyny (1). Br J. Pharmacol (2011) 162:880–910.1111/j.1476-5381.2010.01088.x [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
103. Moller C, Wiklund L, Sommer W, Thorsell A, Heilig M. Zmniejszony lęk eksperymentalny i dobrowolne spożycie etanolu u szczurów po centralnych, ale nie podstawno-bocznych uszkodzeniach ciała migdałowatego. Brain Res (1997) 760:94–10110.1016/S0006-8993(97)00308-9 [PubMed] [Cross Ref]
104. McFarland K, Davidge SB, Lapish CC, Kalivas PW. Obwody limbiczne i motoryczne leżące u podstaw wywołanego wstrząsem przywrócenia zachowań związanych z poszukiwaniem kokainy. J. Neurosci (2004) 24:1551–6010.1523/JNEUROSCI.4177-03.2004 [PubMed] [Cross Ref]
105. Schmidt FM, Arendt E, Steinmetzer A, Bruegel M, Kratzsch J, Strauss M i in. Poziomy hipokretyny-1 w płynie mózgowo-rdzeniowym u pacjentów z ciężkimi zaburzeniami depresyjnymi w porównaniu ze zdrową grupą kontrolną. Psychiatry Res (2011) 190:240–310.1016/j.psychres.2011.06.004 [PubMed] [Cross Ref]
106. Schmitt O, Usunoff KG, Lazarov NE, Itzev DE, Eipert P, Rolfs A i in. Unerwienie oreksynergiczne rozszerzonego ciała migdałowatego i zwojów podstawy u szczura. Funkcja struktury mózgu (2012) 217:233–5610.1007/s00429-011-0343-8 [PubMed] [Cross Ref]
107. Lungwitz EA, Molosh A, Johnson PL, Harvey BP, Dirks RC, Dietrich A i in. Oreksyna-A wywołuje zachowanie podobne do lęku poprzez interakcje z receptorami glutaminergicznymi w jądrze łożyska prążka końcowego szczurów. Physiol Behav (2012) 107:726–3210.1016/j.physbeh.2012.05.019 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
108. Conrad KL, Davis AR, Silberman Y, Sheffler DJ, Shields AD, Saleh SA i in. Johimbina hamuje transmisję pobudzającą w BNST i upośledza wygaszanie preferencji miejsca kokainy poprzez procesy zależne od oreksyny i niezależne od noradrenaliny. Neuropsychofarmakologia (2012) 37:2253–6610.1038/npp.2012.76 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
109. Winrow CJ, Gotter AL, Cox CD, Doran SM, Tannenbaum PL, Breslin MJ i in. Promowanie snu przez suvorexant - nowatorskiego podwójnego antagonistę receptora oreksyny. J. Neurogenet (2011) 25:52–6110.3109/01677063.2011.566953 [PubMed] [Cross Ref]
110. Garrido P, De Blas M, Ronzoni G, Cordero I, Anton M, Gine E i in. Zróżnicowany wpływ wzbogacania środowiska i izolacji izolacji na reakcje hormonalne i neurochemiczne na stres w korze przedczołowej dorosłego szczura: związek ze wspomnieniami roboczymi i emocjonalnymi. J Neural Transm (2013) 120:829–4310.1007/s00702-012-0935-3 [PubMed] [Cross Ref]
111. Herman JP, Ostrander MM, Mueller NK, Figueiredo H. Mechanizmy regulacji stresu układu limbicznego: oś podwzgórze-przysadka-kora nadnerczy. Prog Neuropsychopharmacol Biol Psychiatry (2005) 29:1201–1310.1016/j.pnpbp.2005.08.006 [PubMed] [Cross Ref]
112. Sullivan RM, Gratton A. Korowa przedczołowa regulacja funkcji podwzgórze-przysadka-nadnercza u szczurów i implikacje dla psychopatologii: sprawy uboczne. Psychoneuroendokrynologia (2002) 27:99–11410.1016/S0306-4530(01)00038-5 [PubMed] [Cross Ref]
113. Weinberg MS, Johnson DC, Bhatt AP, Spencer RL. Aktywność przyśrodkowej kory przedczołowej może zakłócać ekspresję przyzwyczajenia do reakcji na stres. Neuroscience (2010) 168:744–5610.1016/j.neuroscience.2010.04.006 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
114. Złoty PE. Modulacja acetylocholiny układów nerwowych biorących udział w uczeniu się i pamięci. Neurobiol Learn Mem (2003) 80:194–21010.1016/j.nlm.2003.07.003 [PubMed] [Cross Ref]
115. Levin HS, Rodnitzky RL. Behawioralne skutki związków fosforoorganicznych u człowieka. Clin Toxicol (1976) 9:391–40310.3109/15563657608988138 [PubMed] [Cross Ref]
116. Kim JJ, Diament DM. Zestresowany hipokamp, ​​plastyczność synaptyczna i utracone wspomnienia. Nat Rev Neurosci (2002) 3: 453–62 [PubMed]
117. McEwen BS. Wpływ niekorzystnych doświadczeń na strukturę i funkcjonowanie mózgu. Biol Psychiatry (2000) 48:721–3110.1016/S0006-3223(00)00964-1 [PubMed] [Cross Ref]
118. McEwen BS, Weiss JM, Schwartz LS. Selektywne zatrzymywanie kortykosteronu przez struktury limbiczne w mózgu szczura. Natura (1968) 220:911–210.1038/220911a0 [PubMed] [Cross Ref]
119. Del Arco A, Mora F. Neuroprzekaźniki i interakcje kora przedczołowa-układ limbiczny: implikacje dla plastyczności i zaburzeń psychicznych. J Neural Transm (2009) 116:941–5210.1007/s00702-009-0243-8 [PubMed] [Cross Ref]
120. Vizi ES, Pocałuj JP. Neurochemia i farmakologia głównych układów przekaźnikowych hipokampa: interakcje synaptyczne i niesynaptyczne. Hipokamp (1998) 8:566–60710.1002/(SICI)1098-1063(1998)8:6<566::AID-HIPO2>3.0.CO;2-W [PubMed] [Cross Ref]
121. Imperato A, Puglisi-Allegra S, Casolini P, Angelucci L. Zmiany w uwalnianiu dopaminy i acetylocholiny w mózgu podczas stresu i po nim są niezależne od osi przysadka-kora nadnerczy. Brain Res (1991) 538:111–710.1016/0006-8993(91)90384-8 [PubMed] [Cross Ref]
122. Ross SA, Wong JY, Clifford JJ, Kinsella A, Massalas JS, Horne MK i in. Charakterystyka fenotypowa myszy z nokautem neuronalnej podjednostki nikotynowego receptora acetylocholiny alfa 4. J. Neurosci (2000) 20:6431–41 [PubMed]
123. Booker TK, Butt CM, Wehner JM, Heinemann SF, Collins AC. Zmniejszone zachowanie podobne do lęku u myszy z nokautem podjednostki receptora nikotynowego beta3. Pharmacol Biochem Behav (2007) 87:146–5710.1016/j.pbb.2007.04.011 [PubMed] [Cross Ref]
124. Salas R, Pieri F, Fung B, Dani JA, De Biasi M. Zmienione reakcje związane z lękiem u zmutowanych myszy pozbawionych podjednostki beta4 receptora nikotynowego. J. Neurosci (2003) 23:6255–63 [PubMed]
125. Salas R, Orr-Urtreger A, Broide RS, Beaudet A, Paylor R, De Biasi M. Podjednostka alfa 5 nikotynowego receptora acetylocholiny pośredniczy w krótkotrwałym działaniu nikotyny in vivo. Mol Pharmacol (2003) 63:1059–6610.1124/mol.63.5.1059 [PubMed] [Cross Ref]
126. Salas R, Pieri F, De Biasi M. Zmniejszone objawy odstawienia nikotyny u myszy zerowych dla podjednostki nikotynowego receptora acetylocholiny beta4. J Neurosci (2004) 24:10035–910.1523/JNEUROSCI.1939-04.2004 [PubMed] [Cross Ref]
127. Brioni JD, O'Neill AB, Kim DJ, Decker MW. Agoniści receptora nikotynowego wykazują działanie przeciwlękowe podobne do podwyższonego testu plus-labiryntu. Eur J. Pharmacol (1993) 238:1–810.1016/0014-2999(93)90498-7 [PubMed] [Cross Ref]
128. Cao W, Burkholder T, Wilkins L, Collins AC. Genetyczne porównanie behawioralnych działań etanolu i nikotyny w komorze lustrzanej. Pharmacol Biochem Behav (1993) 45:803–910.1016/0091-3057(93)90124-C [PubMed] [Cross Ref]
129. Costall B, Kelly ME, Naylor RJ, Onaivi ES. Działanie nikotyny i kokainy w mysim modelu lęku. Pharmacol Biochem Behav (1989) 33:197–20310.1016/0091-3057(89)90450-4 [PubMed] [Cross Ref]
130. Akta SE, Cheeta S, Kenny PJ. Mechanizmy neurobiologiczne, dzięki którym nikotyna pośredniczy w różnych typach lęku. Eur J. Pharmacol (2000) 393:231–610.1016/S0014-2999(99)00889-4 [PubMed] [Cross Ref]
131. Alzoubi KH, Srivareerat M, Tran TT, Alkadhi KA. Rola alfa7- i alfa4beta2-nAChR w neuroprotekcyjnym działaniu nikotyny w wywołanym stresem upośledzeniu pamięci zależnej od hipokampa. Int J. Neuropsychopharmacol (2013) 16:1105–1310.1017/S1461145712001046 [PubMed] [Cross Ref]
132. Akana SF, Chu A, Soriano L, Dallman MF. Kortykosteron wywiera specyficzne dla miejsca i zależne od stanu działanie w korze przedczołowej i ciele migdałowatym na regulację hormonu adrenokortykotropowego, insuliny i magazynów tłuszczu. J. Neuroendocrinol (2001) 13:625–3710.1046/j.1365-2826.2001.00676.x [PubMed] [Cross Ref]
133. Feldman S, Conforti N, Saphier D. Obszar przedwzrokowy i jądro łożyska prążkowia końcowego biorą udział w wpływie ciała migdałowatego na wydzielanie kory nadnerczy. Neuroscience (1990) 37:775–910.1016/0306-4522(90)90107-F [PubMed] [Cross Ref]
134. Herman JP, Schafer MK, Young EA, Thompson R, Douglass J, Akil H i ​​in. Dowody na hipokampową regulację neuronów neuroendokrynnych osi podwzgórze-przysadka-kora nadnerczy. J. Neurosci (1989) 9: 3072–82 [PubMed]
135. Jacobson L, Sapolsky R. Rola hipokampu w regulacji ze sprzężeniem zwrotnym osi podwzgórze-przysadka-kora nadnerczy. Endocr Rev (1991) 12:118–3410.1210/edrv-12-2-118 [PubMed] [Cross Ref]
136. Sapolsky RM, Krey LC, McEwen BS. Neurony hipokampa wrażliwe na glukokortykoidy biorą udział w przerywaniu odpowiedzi na stres kory nadnerczy. Proc Natl Acad Sci USA (1984) 81:6174–710.1073/pnas.81.19.6174 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
137. Matta SG, Beyer HS, McAllen KM, Sharp BM. Nikotyna podnosi ACTH w osoczu szczura poprzez centralny mechanizm. J. Pharmacol Exp Ther (1987) 243:217–26 [PubMed]
138. Matta SG, McAllen KM, Sharp BM. Rola czwartej komory mózgowej w pośredniczeniu w odpowiedziach ACTH w osoczu szczura na dożylną nikotynę. J Pharmacol Exp Ther (1990) 252:623–30 [PubMed]
139. Sawchenko PE, Bohn MC. Immunoreaktywność receptora glukokortykoidowego w neuronach adrenergicznych C1, C2 i C3, które wystają do podwzgórza lub rdzenia kręgowego u szczura. J Comp Neurol (1989) 285: 107–1610.1002/cne.902850109 [PubMed] [Cross Ref]
140. Swanson LW, Sawchenko PE, Rivier J, Vale WW. Organizacja immunoreaktywnych komórek i włókien owczego czynnika uwalniającego kortykotropinę w mózgu szczura: badanie immunohistochemiczne. Neuroendokrynologia (1983) 36:165–8610.1159/000123454 [PubMed] [Cross Ref]
141. Fu Y, Matta SG, Valentine JD, Sharp BM. W odpowiedzi na adrenokortykotropinę i wywołane nikotyną wydzielanie noradrenaliny w jądrze przykomorowym szczura pośredniczą receptory pnia mózgu. Endokrynologia (1997) 138:1935–4310.1210/en.138.5.1935 [PubMed] [Cross Ref]
142. Zhao R., Chen H., Sharp BM. Indukowane nikotyną uwalnianie noradrenaliny w podwzgórzowym jądrze przykomorowym i ciele migdałowatym odbywa się za pośrednictwem receptorów N-metylo-D-asparaginianu i tlenku azotu w jądrze pasma samotnego. J Pharmacol Exp Ther (2007) 320:837–4410.1124/jpet.106.112474 [PubMed] [Cross Ref]
143. Sawchenko PE, Swanson LW. Organizacja szlaków noradrenergicznych z pnia mózgu do jąder przykomorowych i nadwzrokowych u szczura. Brain Res (1982) 257: 275–325 [PubMed]
144. Swanson LW, Sawchenko PE, Berod A, Hartman BK, Helle KB, Vanorden DE. Badanie immunohistochemiczne organizacji komórek katecholaminergicznych i pól końcowych w jądrach przykomorowych i nadwzrokowych podwzgórza. J Comp Neurol (1981) 196:271–8510.1002/cne.901960207 [PubMed] [Cross Ref]
145. Kalappa BI, Feng L, Kem WR, Gusev AG, Uteshev VV. Mechanizmy ułatwiania synaptycznego uwalniania glutaminianu przez agonistów nikotynowych w jądrze przewodu samotnego. Am J Physiol Cell Physiol (2011) 301:C347–6110.1152/ajpcell.00473.2010 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
146. Smith DV, Uteshev VV. Heterogeniczność ekspresji nikotynowego receptora acetylocholiny w jądrze ogonowym przewodu pojedynczego. Neurofarmakologia (2008) 54:445–5310.1016/j.neuropharm.2007.10.018 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
147. Bullock AE, Clark AL, Grady SR, Robinson SF, Slobe BS, Marks MJ i in. Neurosteroidy modulują funkcję receptora nikotynowego w synaptosomach prążkowia i wzgórza myszy. J Neurochem (1997) 68:2412–2310.1046/j.1471-4159.1997.68062412.x [PubMed] [Cross Ref]
148. Ke L, Lukas RJ. Wpływ ekspozycji na steroidy na wiązanie ligandu i aktywność funkcjonalną różnych podtypów nikotynowego receptora acetylocholiny. J Neurochem (1996) 67:1100–1210.1046/j.1471-4159.1996.67031100.x [PubMed] [Cross Ref]
149. Shi LJ, He HY, Liu LA, Wang CA. Szybki niegenomowy wpływ kortykosteronu na neuronalny nikotynowy receptor acetylocholiny w komórkach PC12. Arch Biochem Biophys (2001) 394: 145–5010.1006/abbi.2001.2519 [PubMed] [Cross Ref]
150. Takita M, Muramatsu I. Zmiana receptorów nikotynowych w mózgu wywołana stresem unieruchomienia i nikotyną u szczurów. Brain Res (1995) 681:190–210.1016/0006-8993(95)00265-R [PubMed] [Cross Ref]
151. Almeida LE, Pereira EF, Alkondon M, Fawcett WP, Randall WR, Albuquerque EX. Antagonista opioidów, naltrekson, hamuje aktywność i zmienia ekspresję receptorów nikotynowych alfa7 i alfa4beta2 w neuronach hipokampa: implikacje dla programów rzucania palenia. Neurofarmakologia (2000) 39:2740–5510.1016/S0028-3908(00)00157-X [PubMed] [Cross Ref]
152. Leonard S, Gault J, Hopkins J, Logel J, Vianzon R, Short M i in. Związek wariantów promotora w genie podjednostki receptora nikotynowego acetylocholiny alfa7 z deficytem hamowania występującym w schizofrenii. Arch Gen Psychiatry (2002) 59:1085–9610.1001/archpsyc.59.12.1085 [PubMed] [Cross Ref]
153. Berse B, Blusztajn JK. Modulacja ekspresji locus cholinergicznego przez glukokortykoidy i kwas retinowy jest specyficzna dla typu komórki. FEBS Lett (1997) 410:175–910.1016/S0014-5793(97)00568-1 [PubMed] [Cross Ref]
154. Battaglia M, Ogliari A. Niepokój i panika: od badań na ludziach do badań na zwierzętach i z powrotem. Neurosci Biobehav Rev (2005) 29:169–7910.1016/j.neubiorev.2004.06.013 [PubMed] [Cross Ref]
155. Meshorer E, Soreq H. Cnoty i nieszczęścia związane z alternatywnym splicingiem AChE w neuropatologiach związanych ze stresem. Trendy Neurosci (2006) 29:216–2410.1016/j.tins.2006.02.005 [PubMed] [Cross Ref]
156. Meerson A, Cacheaux L, Goosens KA, Sapolsky RM, Soreq H, Kaufer D. Zmiany w mikroRNA mózgu przyczyniają się do reakcji stresu cholinergicznego. J Mol Neurosci (2010) 40:47–5510.1007/s12031-009-9252-1 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
157. Shaltiel G, Hanan M, Wolf Y, Barbash S, Kovalev E, Shoham S i in. Hipokampowy mikroRNA-132 pośredniczy w indukowanych stresem deficytach poznawczych poprzez swój cel acetylocholinoesterazy. Funkcja struktury mózgu (2013) 218:59–7210.1007/s00429-011-0376-z [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
158. Zhao T, Huang GB, Muna SS, Bagalkot TR, Jin HM, Chae HJ i in. Wpływ przewlekłego stresu związanego z porażką społeczną na zachowanie i acetylotransferazę cholinową, białko regulowane glukozą o masie 78 kDa i białko homologiczne CCAAT/białko wiążące wzmacniacz (C/EBP) u dorosłych myszy. Psychofarmakologia (Berl) (2013) 228:217–3010.1007/s00213-013-3028-6 [PubMed] [Cross Ref]
159. Sailaja BS, Cohen-Carmon D, Zimmerman G, Soreq H, Meshorer E. Indukowana stresem epigenetyczna pamięć transkrypcyjna acetylocholinoesterazy przez HDAC4. Proc Natl Acad Sci USA (2012) 109:E3687–9510.1073/pnas.1209990110 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
160. Kaufer D, Friedman A, Seidman S, Soreq H. Ostry stres ułatwia długotrwałe zmiany w ekspresji genów cholinergicznych. Natura (1998) 393: 373–710.1038/30741 [PubMed] [Cross Ref]
161. Pavlovsky L, Bitan Y, Shalev H, Serlin Y, Friedman A. Indukowane stresem zmienione interakcje cholinergiczne-glutaminergiczne w mysim hipokampie. Brain Res (2012) 1472:99–10610.1016/j.brainres.2012.05.057 [PubMed] [Cross Ref]
162. Fahlke C, Hard E, Eriksson CJ, Engel JA, Hansen S. Konsekwencja długotrwałego narażenia na kortykosteron lub deksametazon na spożycie etanolu u szczura z adrenalektomią oraz wpływ antagonistów receptora kortykosteroidów typu I i typu II. Psychofarmakologia (Berl) (1995) 117:216–2410.1007/BF02245190 [PubMed] [Cross Ref]
163. Uhart M., Różdżka GS. Stres, interakcja alkoholu i narkotyków: aktualizacja badań na ludziach. Addict Biol (2009) 14:43–6410.1111/j.1369-1600.2008.00131.x [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
164. Sinha R. Rola stresu w nawrotach uzależnień. Curr Psychiatry Rep (2007) 9:388–9510.1007/s11920-007-0050-6 [PubMed] [Cross Ref]
165. Sinha R, Catapano D, O'Malley S. Głód wywołany stresem i reakcja na stres u osób uzależnionych od kokainy. Psychofarmakologia (Berl) (1999) 142:343–5110.1007/s002130050898 [PubMed] [Cross Ref]
166. Simms JA, Haass-Koffler CL, Bito-Onon J, Li R, Bartlett SE. Mifepriston w centralnym jądrze ciała migdałowatego zmniejsza wywołane stresem johimbiny przywrócenie poszukiwania etanolu. Neuropsychofarmakologia (2012) 37:906–1810.1038/npp.2011.268 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
167. De Vries TJ, Schoffelmeer AN, Tjon GH, Nestby P, Mulder AH, Vanderschuren LJ. Mifepriston zapobiega wyrażaniu długotrwałego uczulenia behawioralnego na amfetaminę. Eur J. Pharmacol (1996) 307:R3–410.1016/0014-2999(96)00308-1 [PubMed] [Cross Ref]
168. Deroche-Gamonet V, Sillaber I, Aouizerate B, Izawa R, Jaber M, Ghozland S i in. Receptor glukokortykoidowy jako potencjalny cel ograniczenia nadużywania kokainy. J. Neurosci (2003) 23:4785–90 [PubMed]
169. Fancette JF, Balado E, Piazza PV, Deroche-Gamonet V. Mifepristone i spironolakton w różny sposób zmieniają samopodawanie kokainy dożylnie i lokomocję indukowaną kokainą u myszy C57BL/6J. Addict Biol (2010) 15:81–710.1111/j.1369-1600.2009.00178.x [PubMed] [Cross Ref]
170. Mesripour A, Hajhashemi V, Rabbani M. Metyrapone i mifepriston utrata pamięci z odwrotnym rozpoznawaniem wywołana spontanicznym odstawieniem morfiny u myszy. Podstawowy Clin Pharmacol Toxicol (2008) 102:377–8110.1111/j.1742-7843.2007.00183.x [PubMed] [Cross Ref]
171. Jacquot C, Croft AP, Prendergast MA, Mulholland P, Shaw SG, Little HJ. Wpływ antagonisty glukokortykoidów, mifepristonu, na konsekwencje odstawienia długotrwałego spożywania alkoholu. Alkohol Clin Exp Res (2008) 32:2107–1610.1111/j.1530-0277.2008.00799.x [PubMed] [Cross Ref]
172. Koenig HN, Oliwka MF. Antagonista receptora glukokortykoidowego, mifepriston, zmniejsza spożycie etanolu u szczurów w warunkach ograniczonego dostępu. Psychoneuroendocrinology (2004) 29:999–100310.1016/j.psyneuen.2003.09.004 [PubMed] [Cross Ref]
173. Lowery EG, Spanos M, Navarro M, Lyons AM, Hodge CW, Thiele TE. Antagonista CRF-1 i agonista CRF-2 zmniejszają upijanie się etanolem u myszy C57BL/6J niezależnie od osi HPA. Neuropsychofarmakologia (2010) 35:1241–5210.1038/npp.2009.209 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
174. O'Callaghan MJ, Croft AP, Jacquot C, Little HJ. Oś podwzgórzowo-przysadkowo-nadnerczowa i preferencja alkoholowa. Brain Res Bull (2005) 68:171–810.1016/j.brainresbull.2005.08.006 [PubMed] [Cross Ref]
175. Yang X, Wang S, Rice KC, Munro CA, Wand GS. Ogranicz stres i spożycie etanolu u dwóch szczepów myszy. Alkohol Clin Exp Res (2008) 32:840–5210.1111/j.1530-0277.2008.00632.x [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
176. Sharrett-Field L, Butler TR, Berry JN, Reynolds AR, Prendergast MA. Wstępne leczenie mifepristonem zmniejsza nasilenie odstawienia etanolu in vivo. Alkohol Clin Exp Res (2013):10.1111/acer.12093 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
177. Johanssen S, Allolio B. Mifepristone (RU 486) w zespole Cushinga. Eur J Endocrinol (2007) 157:561–910.1530/EJE-07-0458 [PubMed] [Cross Ref]
178. DeBattista C, Belanoff J. Zastosowanie mifepristonu w leczeniu zaburzeń neuropsychiatrycznych. Trendy Endocrinol Metab (2006) 17:117–2110.1016/j.tem.2006.02.006 [PubMed] [Cross Ref]
179. Gallagher P, Watson S, Elizabeth Dye C, Young AH, Nicol Ferrier I. Trwałe skutki mifepristonu (RU-486) ​​na poziom kortyzolu w chorobie afektywnej dwubiegunowej i schizofrenii. J Psychiatr Res (2008) 42:1037–4110.1016/j.jpsychires.2007.12.005 [PubMed] [Cross Ref]
180. Gallagher P, Watson S, Smith MS, Ferrier IN, Young AH. Wpływ wspomagającego podawania mifepristonu (RU-486) ​​na funkcje neurokognitywne i objawy schizofrenii. Biol Psychiatry (2005) 57:155–6110.1016/j.biopsych.2004.10.017 [PubMed] [Cross Ref]
181. Gallagher P., Młody AH. Leczenie depresji i psychozy Mifepristonem (RU-486): przegląd implikacji terapeutycznych. Neuropsychiatra Dis Treat (2006) 2:33–42 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed]
182. Wulsin AC, Herman JP, Solomon MB. Mifepriston zmniejsza zachowania przypominające depresję i moduluje reakcję neuroendokrynną i centralną oś podwzgórze-przysadka-kora nadnerczy na stres. Psychoneuroendocrinology (2010) 35:1100–1210.1016/j.psyneuen.2010.01.011 [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
183. Młody AM. Leki antyglikokortykoidowe na depresję. Aust NZJ Psychiatry (2006) 40:402–510.1080/j.1440-1614.2006.01813.x [PubMed] [Cross Ref]