Indukcja DeltaFosB w podłożu Striatal Medium Spiny Neuron w odpowiedzi na chroniczne bodźce farmakologiczne, emocjonalne i optogenetyczne (2013)

J Neurosci. 2013 Nov 20; 33 (47):18381-95. doi: 10.1523/JNEUROSCI.1875-13.2013.

Lobo MK, Zaman S, Damez-Werno DM, Koo JW, Bagot RC, Dinieri JA, Nugent A, Finkel E, Chaudhury D, Chandra R, Riberio E, Rabkin J, Mouzon E, Cachope R, Cheer JF, Han MH, Dietz DM, Self DW, Hurd YL, Vialou V, Nestler EJ.

Źródło

Katedra Anatomii i Neurobiologii, University of Maryland School of Medicine, Baltimore, Maryland 21201, Fishberg Department of Neuroscience and Friedman Brain Institute, Icahn School of Medicine na Mount Sinai, New York, New York 10029, Wydziały Psychiatrii i Farmakologii i Systemów Therapeutics, Icahn School of Medicine na Mount Sinai, Nowy Jork, New York 10029, Wydział Psychiatrii, University of Texas Southwestern Medical Center, Dallas, Texas 75390, Katedra Farmakologii i Toksykologii oraz Instytut Badawczy ds. Uzależnień, State University of New York w Buffalo, Nowym Jorku, New York 14214 i Institut National de la Santé et de la Recherche Médicale, U952, Center National de la Recherche Scientifique, Unité Mixte de Recherche 7224, UPMC, Paris, 75005, Francja.

Abstrakcyjny

Czynnik transkrypcyjny, ΔFosB, jest silnie i trwale indukowany w prążkowiu przez kilka przewlekłych bodźców, takich jak narkotyki, leki przeciwpsychotyczne, nagrody naturalne i stres. Jednak bardzo niewiele badań zbadało stopień indukcji ΔFosB w podtypach dwóch średnich neuronów kolczastych prążkowia (MSN). Korzystamy z fluorescencyjnych reporterowych myszy BAC do oceny indukcji ΔFosB w receptorze dopaminowym 1 (D1) wzbogaconym i receptorze dopaminowym 2 (D2) wzbogaconym MSN w prążkowiu brzusznym, jądrze półleżącym (NAc) w skorupie i rdzeniu oraz w prążkowiu grzbietowym (dStr ) po długotrwałym narażeniu na kilka nadużywanych leków, w tym kokainę, etanol, Δ (9) -tetrahydrokannabinol i opiaty; lek przeciwpsychotyczny, haloperidol; wzbogacenie nieletnich; picie sacharozy; ograniczenie kalorii; środek przeciwdepresyjny, selektywny inhibitor wychwytu zwrotnego serotoniny, fluoksetyna; i stres społeczny. Nasze odkrycia pokazują, że przewlekła ekspozycja na wiele bodźców indukuje ΔFosB w selektywnym wzorze podtypu MSN we wszystkich trzech regionach prążkowia. Aby zbadać indukowaną obwodem indukcję ΔFosB w prążkowiu, używamy optogenetyki do zwiększenia aktywności w limbicznych obszarach mózgu, które wysyłają synaptyczne dane wejściowe do NAc; regiony te obejmują brzuszny obszar nakrywkowy i kilka glutaminergicznych regionów aferentnych: przyśrodkowa kora przedczołowa, ciało migdałowate i hipokamp brzuszny. Te warunki optogenetyczne prowadzą do bardzo wyraźnych wzorców indukcji ΔFosB w podtypach MSN w rdzeniu i powłoce NAc. Łącznie wyniki te ustalają selektywne wzorce indukcji ΔFosB w podtypach prążkowia MSN w odpowiedzi na bodźce przewlekłe i dostarczają nowych informacji na temat mechanizmów indukcji ΔFosB na poziomie obwodowym w prążkowiu.

Wprowadzenie

Przewlekłe bodźce, w tym narkotyki, leki przeciwpsychotyczne, stres i naturalne nagrody, powodują stabilną akumulację ΔFosB, obciętego produktu FosB gen w prążkowiu (np. Hope i wsp., 1994; Hiroi i Graybiel, 1996; Hiroi i wsp., 1997; Moratalla i wsp., 1996; Perrotti i wsp., 2004, 2008; Muller i Unterwald, 2005; McDaid i in., 2006; Teegarden i Bale, 2007; Wallace i wsp., 2008; Solinas i in., 2009; Vialou i wsp., 2010, 2011; Kaplan i in., 2011). Ta akumulacja prowadzi do dwukierunkowej regulacji wielu genów przez ΔFosB w tym regionie mózgu (McClung i Nestler, 2003; Renthal i in., 2008, 2009; Vialou i wsp., 2010; Robison i Nestler, 2011). Prążkowie składa się głównie (∼95%) z GABAergicznych projekcji średnich neuronów kolczastych (MSN), które są rozdzielone na dwa podtypy w oparciu o ich wzbogacenie wielu genów, w tym receptora dopaminy 1 (D1) lub receptora dopaminy 2 (D2) (Gerfen, 1992; Graybiel, 2000; Lobo i in., 2006; Heiman i in., 2008) i ich różnicowe wyjścia do różnych struktur podkorowych (Albin i in., 1989; Gerfen, 1992; Kalivas i wsp., 1993; Graybiel, 2000; Nicola, 2007; Smith i wsp., 2013). Niedawno pojawiło się wiele doniesień demonstrujących różne molekularne i funkcjonalne role tych podtypów MSN w prążkowiu brzusznym (jądro półleżące [NAc]) i prążkowiu grzbietowym (dStr) w pośredniczeniu w zachowaniach motywacyjnych i motorycznych (Lobo i Nestler, 2011; Gittis i Kreitzer, 2012).

Wcześniejsze badania wykazały, że ΔFosB jest indukowany głównie w D1-MSN przez przewlekłe leczenie kokainą lub przewlekłym krążeniem, formą naturalnej nagrody (Moratalla i wsp., 1996; Werme i wsp., 2002; Lee i wsp., 2006), podczas gdy chroniczny stres ograniczający wywołuje ΔFosB w obu podtypach MSN (Perrotti i wsp., 2004). Co więcej, przekonujące dowody z linii transgenicznych specyficznych dla danego typu komórek lub transferu genów za pośrednictwem wirusów pokazują, że indukcja ΔFosB w MSN D1 zwiększa plastyczność behawioralną i strukturalną kokainy, reakcje behawioralne na morfinę, bieganie kół, nagrodę pokarmową i odporność na przewlekłą porażkę społeczną stres, podczas gdy indukcja ΔFosB w D2-MSN negatywnie reguluje reakcje behawioralne na działanie koła (Kelz i wsp., 1999; Werme i wsp., 2002; Colby i wsp., 2003; Olausson i wsp., 2006; Zachariou i wsp., 2006; Vialou i wsp., 2010; Grueter i in., 2013; Robison i in., 2013).

Biorąc pod uwagę kluczową rolę ΔFosB w regulowaniu tych przewlekłych bodźców motywacyjnych, z wyraźnymi efektami w D1-MSN w porównaniu z D2-MSNs, wykonujemy tutaj kompleksowe badanie na temat wzorców indukcji ΔFosB w podtypach MSN przez kilka przewlekłych bodźców, w tym przewlekłą ekspozycję na leki nadużywania, przewlekłego leczenia lekiem przeciwpsychotycznym, przewlekłego narażenia na zmienione bodźce środowiskowe i apetyczne, przewlekłego stresu związanego z porażką społeczną i przewlekłego leczenia lekiem przeciwdepresyjnym. Aby zrozumieć mechanizmy obwodów kontrolujących indukcję ΔFosB w prążkowiu przez kilka doprowadzających regionów mózgu limbicznego, używamy technologii optogenetycznych do wielokrotnego aktywowania ciał komórkowych w dopaminergicznych lub glutaminergicznych obszarach mózgu a następnie zbadania indukowanej indukcji ΔFosB w podtypach MSN. Nasze wyniki dostarczają nowatorskiego wglądu w indukcję ΔFosB w prążkowiu D1-MSN i D2-MSN przez przewlekłe bodźce i po raz pierwszy demonstrują indukowaną obwodem indukcję ΔFosB w prążkowiu iw selektywnych podtypach MSN.

Materiały i Metody

Zwierząt.

D1-GFP or D2-GFP myszy hemizygotyczne (Gong i in., 2003) na tle C57BL / 6 utrzymywano w cyklu 12 h light dark z ad libitum jedzenie i woda. Wszystkie badania przeprowadzono zgodnie z wytycznymi ustanowionymi przez Institutional Animal Care and Use Committees przy University of Maryland School of Medicine i Icahn School of Medicine na Mount Sinai. Do wszystkich eksperymentów wykorzystano samce myszy (wiek 8). Wszystkie myszy poddano perfuzji, a mózgi zebrano po południu cyklu świetlnego. Hemizygota D1-GFP i D2-GFP wykazano, że myszy na tle C57BL / 6 lub FVB / N są równoważne myszom typu dzikiego pod względem zachowania, fizjologii D1-MSN i D2-MSNs oraz rozwoju MSN (Lobo i in., 2006; Chan i in., 2012; Nelson i in., 2012). Ponadto, ogólne wzorce indukcji ΔFosB obserwowane w tym badaniu są porównywalne z tymi obserwowanymi u zwierząt dzikiego typu z narzędziami nieselektywnymi względem typu (np. Perrotti i wsp., 2004, 2008).

Leczenie kokainą.

D1-GFP (n = 4 na zabieg) i D2-GFP (n = 4 na leczenie) myszy otrzymały codzienne dootrzewnowe wstrzyknięcia 7 kokainy (20 mg / kg) lub soli fizjologicznej 0.9% w klatce domowej. W przypadku iniekcji 1 lub 3 d kokainy (20 mg / kg), myszy otrzymywały 6 lub 4 d zastrzyków z solą fizjologiczną 0.9%, a następnie 1 lub 3 d iniekcji kokainy, odpowiednio. Wszystkie myszy poddano perfuzji 24 h po ostatnim wstrzyknięciu. Ta dawka kokainy została wybrana na podstawie wcześniejszych badań (np. Maze i wsp., 2010).

Leczenie haloperidolem.

D1-GFP (n = 3 lub 4 na zabieg) i D2-GFP (n = 4 na leczenie) myszy otrzymały haloperidol (2 mg / kg) w wodzie do picia, pH 6.0 (Narayan i in., 2007) lub zwykłej wody pitnej, pH 6.0, dla 3 tygodni (21 d). Myszy perfundowano w dniu 22.

Leczenie morfiną.

D2-GFP myszy (n = 4 lub 5 na zabieg) na krótko znieczulono izofluranem i otrzymano podskórne implanty morfiny (25 mg) lub pozorowane peletki w dniu 1 i dniu 3, jak opisano wcześniej (Mazei-Robison i wsp., 2011). Myszy perfundowano w dniu 5.

Leczenie etanolem.

D2-GFP myszy (n = 4 lub 5 na zabieg) eksponowano na 10% etanol (EtOH), dawkę, którą C57BL / 6 okazało się pić (Yoneyama i in., 2008). Myszy otrzymały test wyboru dwóch butelek dla 10% EtOH (butelka A) i wody (butelka B), podczas gdy D2-GFP kontrole otrzymały wodę w obu butelkach (butelka A i B) dla 10 d. Wszystkie myszy otrzymujące butelki EtOH wykazywały preferencje dla EtOH, jak obliczono przez (100 × butelka A objętość / [objętość butelki A + objętość butelki B]). Myszy, które otrzymały butelkę 10% EtOH zużyły znacznie więcej EtOH w porównaniu z wodą, podczas gdy myszy otrzymujące wodę w obu butelkach nie wykazały różnicy w zużyciu cieczy. Wieczorem dnia 10 wszystkim myszom podano normalną wodę do picia i perfundowano je w dniu 11.

Traktowanie Δ (9) -tetrahydrokannabinolem (Δ (9) -THC).

D2-GFP (n = 3 na leczenie) myszy otrzymywały śródotrzewnowe zastrzyki Δ (9) -THC (10 mg / kg) lub zaróbki (0.9% roztwór soli z 0.3% Tween) dwa razy dziennie dla 7 d (Perrotti i wsp., 2008). Myszy poddano perfuzji 24 h po ostatnim wstrzyknięciu.

Samokontrola kokainy.

D2-GFP myszy (n = 4 lub 5 na zabieg) początkowo przeszkolono w celu wywierania nacisku na granulki 20 mg sacharozy w ustalonym stosunku 1 (FR1) według schematu wzmocnienia, aż do uzyskania kryterium nabywania peletek sacharozy 30 dla kolejnych dni testowych 3 zgodnie ze standardowymi procedurami (Larson i in., 2010). Myszom, które nauczyły się dźwigni prasy, chirurgicznie wszczepiono dożylny cewnik szyjny, aby umożliwić późniejsze podanie dożylne kokainy. Tydzień po zabiegu myszy wprowadzono do paradygmatu samopodawania podczas codziennych sesji 2 h na planie wzmocnienia FR1. Sprzęt do samodzielnego podawania (Med Associates) został zaprogramowany tak, że odpowiedź na aktywnej dźwigni spowodowała dostarczenie (przez 2.5 s) kokainy (0.5 mg / kg / infuzję na prawidłowe naciśnięcie dźwigni), podczas gdy odpowiedź na nieaktywnej dźwigni nie miał zaprogramowanych konsekwencji. Myszy samodzielnie podawały kokainę w harmonogramie FR1 w codziennych sesjach 2 h, 5 d tygodniowo, w tygodniach 3. D2-GFP myszy otrzymujące 0.9% zastrzyki z soli fizjologicznej w równoważnym okresie czasu stosowano jako kontrole. Myszy poddano perfuzji 24 h po ostatnim podaniu kokainy lub soli fizjologicznej.

Samo administracja heroiną.

Przed samodzielnym podaniem heroiny, D2-GFP myszy (n = 4 na zabieg) przeszkolono w zakresie dźwigni do peletek czekolady (BioServ, Dustless Precision Pellets) w siedmiu codziennych sesjach 1 h. Myszy, które nauczyły się dźwigni prasy, zostały chirurgicznie wszczepione dożylnym cewnikiem szyjnym, aby umożliwić późniejsze podanie dożylne heroiny. Tydzień po zabiegu myszy wprowadzono do paradygmatu samopodawania podczas codziennych sesji 3 h według harmonogramu wzmocnienia FR1 zgodnie ze standardowymi procedurami (Navarro i in., 2001). Sprzęt do samodzielnego podawania (Med Associates) został zaprogramowany w taki sposób, że odpowiedź na aktywnej dźwigni spowodowała dostarczenie (przez 5 s) heroiny (30 μg / kg / wstrzyknięcie; NIDA Program zaopatrzenia w lek), podczas gdy odpowiedź na nieaktywnego dźwignia nie miała zaprogramowanej konsekwencji. Zwierzęta otrzymały dostęp do samodzielnej procedury heroiny dla 14 d. D2-GFP myszy otrzymujące 0.9% zastrzyki z soli fizjologicznej w równoważnym okresie czasu stosowano jako kontrole. Myszy poddano perfuzji 24 h po ostatnim podaniu heroiny lub soli fizjologicznej.

Wzbogacenie środowiska nieletnich.

D2-GFP (n = 4 na grupę) myszy odsadzono do wzbogaconego środowiska lub normalnych warunków mieszkaniowych w dniu poporodowym 21 (P21), stosując paradygmat dostosowany od szczurów (Green i wsp., 2010). Wzbogacone środowisko składało się z większej klatki chomika z pościelą wzbogaconą o kolbę (pościel laboratoryjna Andersons) wypełnioną urządzeniami wzbogacającymi, które obejmowały tunele myszy, kopułę i koła, kulki pełzające, chaty (Bio Serv) i inne zabawki. Myszy pozostawały w warunkach mieszkaniowych dla 4 tygodni do P50, a następnie perfundowano.

Leczenie sacharozą.

D2-GFP myszy (n = 4 lub 5 na leczenie) otrzymali test wyboru dwóch butelek na 10% sacharozy podobny do poprzedniego badania (Wallace i wsp., 2008). Myszom podano 10% sacharozy (butelka A) i wodę (butelka B), podczas gdy D2-GFP kontrole otrzymały wodę w obu butelkach dla 10 d. Wszystkie myszy otrzymujące butelki z sacharozą wykazywały preferencję dla sacharozy, jak obliczono przez (100 × butelka A objętość / butelka A objętość + objętość butelki B). Myszy, które otrzymały butelkę 10% sacharozy, spożywały znacznie więcej sacharozy w porównaniu z wodą, podczas gdy myszy otrzymujące wodę w obu butelkach nie wykazywały różnicy w zużyciu cieczy. Wieczorem dnia 10 wszystkim myszom podano normalną wodę do picia i perfundowano je w dniu 11.

Ograniczenie kalorii.

D2-GFP myszy (n = 4 na genotyp) przeszedł protokół ograniczenia kalorii, w którym otrzymali 60% ad libitum kalorie dziennie (Vialou i wsp., 2011) dla 10 d. D2-GFP myszy kontrolne otrzymały pełny dostęp do chow. Wieczorem dnia 10 wszystkie myszy otrzymały pełny dostęp do karmy i były perfundowane w dniu 11.

Stres społeczny.

D2-GFP myszy (n = 4 lub 5 na grupę) przeszedł 10 d stresu związanego z porażką społeczną, jak opisano wcześniej (Berton i in., 2006; Krishnan i in., 2007). Myszy eksponowano na agresywne hodowle na emeryturze CD1 dla 5 min w dużej klatce chomika. Myszy trzymano następnie w 24 hw tej samej klatce po drugiej stronie perforowanej przegrody, aby utrzymać kontakt sensoryczny. Następnego dnia myszy eksponowano na nową mysz CD1 w tych samych warunkach i warunkach. Powtórzono to dla 10 d z nowym CD1 każdego dnia. Myszy kontrolne trzymano w podobnych warunkach bez stresu. Myszy testowano pod kątem interakcji społecznych w dniu 11. Myszy testowano najpierw przez czas spędzony na interakcji z nową komorą w otwartym polu bez obecności innej myszy (brak celu), a następnie testowano przez czas spędzony na interakcji z nową myszą CD1 (cel), która była umieszczona za komorą (Berton i in., 2006; Krishnan i in., 2007). Myszy rozdzielono na grupy podatne lub sprężyste na podstawie wcześniej opisanych parametrów (Krishnan i in., 2007). Obejmowało to całkowity czas spędzony z nową myszą i stosunek interakcji: (czas spędzony z celem / czasem spędzonym bez celu) × 100. Wykazano, że miara ta niezawodnie identyfikuje podatne i sprężyste grupy i jest silnie skorelowana z innymi różnicami behawioralnymi (Krishnan i in., 2007). Wszystkie myszy poddano perfuzji 24 h po teście interakcji społecznych (48 h po ostatnim odcinku porażki społecznej).

Leczenie fluoksetyną.

D2-GFP myszy (n = 3 lub 4 na grupę) otrzymywało codzienne dootrzewnowe zastrzyki 14 fluoksetyny (20 mg / kg) lub podłoża (0.9% soli fizjologicznej z 10% cyklodekstryny) (Berton i in., 2006). Myszy poddano perfuzji 24 h po ostatnim wstrzyknięciu.

Chirurgia stereotaktyczna.

D2-GFP myszy znieczulano ketaminą (100 mg / kg) / ksylazyną (10 mg / kg), umieszczano w aparacie stereotaktycznym dla małych zwierząt, a ich powierzchnię czaszki eksponowano. Do jednostronnego wlewu 0.5-1 μl, z szybkością 0.1 μl na minutę, zastosowano obustronnie trzynaście igieł strzykawkowych wirusa 2-2 μl do brzusznej strefy nakrywkowej (VTA), środkowej kory przedczołowej (mPFC), ciała migdałowatego lub hipokampa brzusznego ( vHippo). AAV [wirus związany z adenowirusem] -hSyn-ChRXNUMX [kanałrodopsyna XNUMX] -FIFF lub AAV-hSyn-EYFP wprowadzono do VTA D2-GFP myszy (n = 5 na grupę) przy współrzędnych stereotaktycznych (przedni-tylny, -3.3 mm; boczny-przyśrodkowy, 0.5 mm; grzbietowo-brzuszny, -4.4 mm, kąt 0 °). Następnie wykonano obustronną kaniulę (miernik 26) o długości 3.9 mm, wszczepienie nad VTA (przednio-tylne, -3.3 mm; boczne-przyśrodkowe, 0.5 mm; grzbietowo-brzuszne, -3.7 mm) (Koo i in., 2012; Chaudhury i in., 2013). Do mPFC wstrzyknięto AAV-CaMKII-ChR2-mCherry lub AAV-CaMKII-mCherry (n = 4 lub 5 na grupę), ciało migdałowate (n = 3 lub 4 na grupę) lub vHippo (n = 3 lub 4 na grupę) D2-GFP myszy, a następnie implantowane przewlekłe wszczepialne włókna 105 μm (Sparta i in., 2011). Współrzędne były następujące: mPFC (celownik infralimbic, ale obserwowaliśmy rozprzestrzenianie się wirusa na regiony prelimbiczne: przednio-tylne, 1.7 mm; boczne-przyśrodkowe, 0.75 mm; grzbietowo-brzuszne, -2.5 mm, kąt 15 °) i światłowód (grzbietowo-brzuszny, -2.1 mm); ciało migdałowate (celownikiem była podstawna część ciała migdałowatego, ale zaobserwowaliśmy przenikanie wirusa do centralnego jądra ciała migdałowatego; przednio-tylne, -1.6 mm; boczne-przyśrodkowe, 3.1 mm; grzbietowo-brzuszne, -4.9 mm, kąt 0) włókno (grzbietowo-brzuszne, -4.9 mm); vHippo (podbródek brzuszny był ukierunkowany, ale obserwowaliśmy przenikanie wirusa do innych regionów brzusznego hipokampa; przedni-tylny, -3.9 mm; boczny-środkowy, 3.0 mm; grzbietowo-brzuszny, -5.0 mm, kąt 0 °) i światłowód (grzbietowo-brzuszny, -4.6 mm).

Warunki optogenetyczne.

Dla in vivo optyczna kontrola wypalania neuronowego VTA, rdzeń światłowodowy z rdzeniem optycznym 200 μm został zmodyfikowany w celu przymocowania do kaniuli. Gdy włókno zostało przymocowane do kaniuli, wierzchołek włókna rozciągał się ∼0.5 mm poza kaniulę (Lobo i in., 2010; Chaudhury i in., 2013). Dla in vivo optyczna kontrola wypalania neuronów mPFC, ciała migdałowatego i vHippo, spleciony przewód łączący z włókien 62.5 μm został przymocowany do wszczepialnych włókien mocujących głowę (Sparta i in., 2011). Włókna światłowodowe przymocowano za pomocą adaptera FC / PC do niebieskiej diody laserowej 473 nm (Crystal Lasers, BCL-473-050-M), a impulsy świetlne wygenerowano przez stymulator (Agilent, 33220A). Dla VTA, niebieskie światło (473 nm) impulsy fazowe, 20 Hz dla 40 ms (Chaudhury i in., 2013), zostały dostarczone dla 10 min dziennie przez 5 d. Dla mPFC, ciała migdałowatego i vHippo, impulsy niebieskiego światła (473 nm), 20 Hz dla 30 s, były dostarczane dla 10 min dziennie dla 5 d. Dostarczanie światła nastąpiło w klatce domowej, a wszystkie myszy poddano perfuzji 24 h po ostatniej stymulacji światłem.

Elektrofizjologia patch-clamp in vitro.

Rejestracje całych komórek uzyskano z neuronów dopaminowych VTA lub neuronów glutaminergicznych mPFC w ostrych wycinkach mózgu od myszy, którym wstrzyknięto wirusy wymienione powyżej. Nagrania plasterków przeprowadzono na myszach bez in vivo stymulacja, ale z 1 d stymulacji plasterków (1 d) lub 4 d z in vivo stymulacja i 1 d stymulacji plasterków (5 d). Aby zminimalizować stres i uzyskać zdrowe plasterki, myszy znieczulono natychmiast po doprowadzeniu do obszaru elektrofizjologii i poddano perfuzji dla 40-60 z lodowatym aCSF, który zawierał 128 mm NaCl, 3 mm KCl, 1.25 mm NaH2PO4, 10 mm d-glukoza, 24 mm NaHCO3, 2 mm CaCl2i 2 mm MgCl2 (dotlenione 95% O2 i 5% CO2, pH 7.4, 295 – 305 mOsm). Ostre wycinki mózgu zawierające mPFC lub VTA wycięto przy użyciu mikroslicera (Ted Pella) w zimnej sacharozie-aCSF, który otrzymano przez całkowite zastąpienie NaCl 254 mm sacharozy i nasycenie 95% O2 i 5% CO2. Plastry utrzymywano w komorze przetrzymującej z aCSF dla 1 hw 37 ° C. Pipety krosowe (3 – 5 MΩ) dla prądu całokomórkowego wypełniono roztworem wewnętrznym zawierającym: 115 mm glukonian potasu, 20 mm KCl, 1.5 mm MgCl2, 10 mm fosfokreatyna, 10 mm HEPES, 2 mm magnezu ATP i 0.5 mm GTP (pH 7.2, 285 mOsm). Rejestracje całych komórek przeprowadzono stosując aCSF w 34 ° C (szybkość przepływu = 2.5 ml / min). Pociągi o niebieskim świetle (20 Hz dla mPFC lub fazowe 20 Hz, 40 ms dla VTA) zostały wygenerowane przez stymulator połączony za pomocą adaptera FC / PC z niebieską diodą laserową 473 nm (OEM) i dostarczony do plasterków mPFC i VTA za pośrednictwem 200 μm światłowód. Eksperymenty z zaciskami prądowymi przeprowadzono przy użyciu wzmacniacza Multiclamp 700B, a akwizycję danych przeprowadzono w pClamp 10 (Molecular Devices). Podczas eksperymentów monitorowano oporność szeregową, a prądy i napięcia membrany filtrowano w 3 kHz (filtr Bessela).

Immunohistochemia.

Myszy znieczulono hydratem chloralu i perfundowano 0.1 m PBS, a następnie 4% paraformaldehyd w PBS. Mózgi utrwalono w 4% paraformaldehydzie przez noc, a następnie poddano cyroprezerwacji w 30% sacharozie. Mózgi pocięto na kriostat (Leica) w 35 μm do PBS z 0.1% azydkiem sodu. W celu przeprowadzenia immunohistochemii skrawki zablokowano w normalnej osoczu 3% z 0.01% Triton-X w PBS dla 1 h na wytrząsarce w temperaturze pokojowej. Skrawki inkubowano następnie w pierwotnych przeciwciałach w bloku przez noc na wytrząsarce w temperaturze pokojowej. Zastosowano następujące przeciwciała: królicze anty-FosB (1: 2000, katalog # sc-48, Santa Cruz Biotechnology), anty-NeuN myszy (1: 1000, katalog # MAB377, Millipore), anty-GFP z kurczaka (1: 5000 , katalog # 10-20, Aves) i królicze anty-CREB (białko wiążące element odpowiedzi cAMP; 1: 1000, katalog # 06-863, Millipore). Następnego dnia skrawki przepłukano w PBS, a następnie inkubowano z 1 h w przeciwciałach wtórnych: osiołku przeciwkróliczym Cy3, osiołku przeciw mysim Cy5 i osiołku przeciw kurczakom DyLight-488 lub Alexa-488 (Jackson ImmunoResearch Laboratories). W przypadku immunohistochemii mCherry i hydroksylazy tyrozynowej przeprowadzono doświadczenia zgodnie z wcześniejszym opisem (Lobo i in., 2010; Mazei-Robison i wsp., 2011). Skrawki przepłukano w PBS, umieszczono na szkiełkach i nakryto szkiełkiem nakrywkowym.

Obrazowanie i zliczanie komórek.

Immunofluorescencję obrazowano w mikroskopie konfokalnym Zeiss Axioscope lub Olympus Bx61. Zliczanie komórek przeprowadzono za pomocą oprogramowania ImageJ. Pobieranie próbek obrazów Bregma 1.42 – 1.1 z NAc (rdzeń i skorupa) i prążkowia grzbietowego pobrano z wycinków mózgu / zwierzęcia 2 lub 3 (patrz Rys. 1A). Całkowitą liczbę komórek 400-500 zliczono na region mózgu na mysz przy użyciu obrazów 250 μm × 250 μm. Komórki zliczano za pomocą oprogramowania ImageJ podobnego do poprzedniego badania (Lobo i in., 2010). Około 400 – 500 całkowitej liczby komórek NeuN zliczono na region mózgu na mysz, a następnie liczbę GFP+, GFP+: ΔFosB+, GFP-i GFP-: ΔFosB+ komórki zliczano w każdym regionie. Dane określono ilościowo w następujący sposób: (GFP+: ΔFosB+ neurony × 100%) / (całkowity GFP+ neurony) i (GFP-: ΔFosB+ neurony × 100%) / (całkowity GFP- neurony). Analizy statystyczne przeprowadzono za pomocą oprogramowania GraphPad Prism. Dwukierunkowe analizy wariancji ANOVA, po których następowały testy Bonferroniego, zastosowano do wszystkich analiz zliczania komórek.

Rysunek 1.  

Przewlekła kokaina selektywnie indukuje ΔFosB w D1-MSN w regionach prążkowia. A, Sekcje prążkowia od bregma + 1.42 do + 1.10 użyto do zliczania komórek. Obraz a D2-GFP sekcja prążkowia pokazuje trzy badane regiony prążkowia: rdzeń NAc, ...

wyniki

ΔFosB jest indukowany różnicowo w D1-MSN i D2-MSN po wielokrotnej ekspozycji na kokainę w porównaniu z haloperidolem

Najpierw zbadaliśmy indukcję ΔFosB w podtypach MSN w D1-GFP i D2-GFP myszy z przewlekłymi warunkami kokainowymi, które uprzednio okazały się preferencyjnie indukować białko ΔFosB w D1-MSNs (Moratalla i wsp., 1996). D1-GFP i D2-GFP Myszy transgeniczne BAC, które wyrażają wzmocnione białko zielonej fluorescencji pod genem receptora D1 lub D2 (Rys. 1A), otrzymały dootrzewnowe zastrzyki kokainy (20 mg / kg) lub soli fizjologicznej dla 7 d, a mózgi zebrano 24 h po ostatnim wstrzyknięciu (Rys. 1B). Następnie przeprowadziliśmy immunohistochemię na skrawkach mózgu przy użyciu przeciwciał przeciwko NeuN, GFP lub FosB i obrazowano i zliczano komórki w rdzeniu NAc, powłoce NAc i dStr (Rys. 1A,C). Podczas gdy przeciwciało anty-FosB rozpoznaje pełnej długości FosB i ΔFosB, liczne badania z zastosowaniem Western blotting lub immunohistochemii potwierdziły, że ΔFosB jest jedynym wykrywalnym gatunkiem obecnym w punkcie czasowym wycofania 24 h (np. Perrotti i wsp., 2008). Dlatego wykorzystaliśmy punkt 24 h lub dłuższy czas do zebrania mózgów po wszystkich warunkach w tym badaniu, aby upewnić się, że wykrywamy tylko ΔFosB. Ponieważ MSN prążkowia zawierają UM95% wszystkich neuronów w prążkowiu, użyliśmy znakowania immunologicznego NeuN do identyfikacji GFP- neurony, które są wzbogacone w przeciwny podtyp MSN (tj. D2-MSNs w D1-GFP myszy i D1-MSNs w D2-GFP myszy). Znaleźliśmy to D1-GFP myszy leczone kokainą wykazują znaczącą indukcję ΔFosB w GFP+/ NeuN+ neurony (D1-MSN) w rdzeniu NAc, powłoce NAc i dStr, podczas gdy GFP-/ NeuN+ komórki (D2-MSN) nie wykazywały istotnej indukcji ΔFosB we wszystkich regionach prążkowia (Rys. 1D): dwukierunkowy ANOVA, rdzeń NAC: lek × typ komórki F(1,12) = 16.41, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.01; Powłoka NAc: lek × typ komórki F(1,12) = 12.41, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.001; dStr: lek × typ komórki F(1,12) = 12.07, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.01. Zgodnie z tymi ustaleniami zaobserwowaliśmy w D2-GFP myszy bez znaczącej indukcji ΔFosB w GFP+/ NeuN+ neurony (D2-MSN), ale znacząca indukcja ΔFosB w GFP-/ NeuN+ (D1-MSNs) we wszystkich regionach prążkowia po leczeniu kokainą (Rys. 1D): dwukierunkowy ANOVA, rdzeń NAC: lek × typ komórki F(1,12) = 15.76, p <0.01, po teście Bonferroniego: p <0.0001; Powłoka NAc: lek × typ komórki: F(1,12) = 20.33, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.01; dStr: lek × typ komórki: F(1,12) = 35.96, p <0.01, po teście Bonferroniego: p <0.001. Zbadaliśmy kinetykę indukcji ΔFosB w MSN po 1, 3 lub 7 dniach wstrzyknięć kokainy (20 mg / kg, ip). Zaobserwowaliśmy znaczącą indukcję ΔFosB w D1-MSN po 3 lub 7 dniach leczenia kokainą w porównaniu z leczeniem solą fizjologiczną we wszystkich obszarach prążkowia (Rys. 1F): reprezentatywny wykres z dStr; dwukierunkowa ANOVA, typ komórki × dzień F(2,13) = 17.87, p <0.01, po teście Bonferroniego: p <0.01, p <0.001. Jest to zgodne z przebiegiem czasowym akumulacji ΔFosB w prążkowiu obserwowanym wcześniej metodą Western blot (Hope i wsp., 1994) i potwierdza selektywną indukcję ΔFosB wyłącznie w MSN D1 przez cały okres ekspozycji na kokainę.

Następnie zbadaliśmy indukcję ΔFosB metodą immunohistochemiczną w podtypach MSN po przewlekłej ekspozycji na haloperidol (Rys. 2). Wcześniejsze prace sugerowały pośrednio, że przewlekły haloperidol może indukować ΔFosB preferencyjnie w D2-MSNs (Hiroi i Graybiel, 1996; Atkins i in., 1999), chociaż dotychczas nie było to bezpośrednio badane. D1-GFP i D2-GFP myszy otrzymywały haloperidol (2 mg / kg) w wodzie do picia, pH 6.0, podczas gdy D1-GFP i D2-GFP myszy kontrolne otrzymywały regularną wodę pitną, pH 6.0, dla 21 d (3 tygodnie) i mózgi zbierano w dniu 22 (Rys. 2A). Podobnie jak w przypadku kokainy, wiemy, że wszystkie podobne do FosB immunoreaktywności w prążkowiu w tym punkcie czasowym reprezentują ΔFosB, a nie pełnej długości FosB (Atkins i in., 1999). Znaleźliśmy to D1-GFP myszy otrzymujące haloperidol nie wykazywały znaczącej indukcji ΔFosB w GFP+/ NeuN+ neurony (D1-MSN) w rdzeniu NAc, powłoce NAc lub dStr; jednakże znaczący wzrost ΔFosB zaobserwowano w GFP-/ NeuN+ neurony (D2-MSN) we wszystkich regionach prążkowia (Rys. 2B,C): dwukierunkowa ANOVA, rdzeń NAC: lek × typ komórki: F(1,10) = 23.29, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.01; Powłoka NAc: lek: lek × typ komórki: F(1,10) = 30.14, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.01; dStr: lek × typ komórki: F(1,10) = 37.63, p <0.001, po teście Bonferroniego: p <0.0001. Zostało to potwierdzone badaniem D2-GFP myszy: zaobserwowaliśmy znaczącą indukcję ΔFosB w GFP+/ NeuN+ neurony (D2-MSN) we wszystkich trzech regionach prążkowia, ale bez znaczącej zmiany w ΔFosB w GFP-/ NeuN+ (D1-MSNs) po leczeniu haloperidolem (Rys. 2B,C): dwukierunkowa ANOVA, rdzeń NAC: lek × typ komórki: F(1,12) = 24.30, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.05; Powłoka NAc: lek × typ komórki: F(1,12) = 26.07, p <0.01, po teście Bonferroniego: p <0.001; dStr: lek × typ komórki: F(1,12) = 21.36, p <0.01, po teście Bonferroniego: p <0.01. Biorąc pod uwagę, że zaobserwowaliśmy podobny wzorzec indukcji ΔFosB w D1-MSN przez powtarzane narażenie na kokainę w obu D1-GFP (GFP+/ NeuN+) i D2-GFP (GFP-/ NeuN+) myszy i powtarzane haloperidol w D2-MSNs D1-GFP (GFP-/ NeuN+) i D2-GFP (GFP+/ NeuN+) myszy, pozostała część naszych eksperymentów D2-GFP myszy do zbadania indukcji ΔFosB w D1-MSNs (GFP-/ NeuN+) i D2-MSNs (GFP+/ NeuN+) po innych przewlekłych bodźcach.

Rysunek 2.  

Chroniczna haloperidol selektywnie indukuje ΔFosB w D2-MSN w regionach prążkowia. A, Przebieg czasu leczenia 21 d haloperidolem (2 mg / kg, w wodzie do picia) lub wodą. B, Immunohistochemia powłoki NAc D1-GFP i D2-GFP myszy po haloperidolu ...

Jako kontrolę zbadaliśmy poziomy ekspresji CREB w warunkach kokainy i haloperidolu, aby określić, czy nasze wyniki mogą być uogólnione na inne czynniki transkrypcyjne (Rys. 3). Nie zaobserwowaliśmy istotnej różnicy w ekspresji CREB między myszami kontrolnymi i leczonymi lekiem. Ponadto nie zaobserwowaliśmy różnicy w poziomach CREB między D2-MSNs a D1-MSNs (Rys. 3B,C).

Rysunek 3.  

Przewlekła kokaina lub haloperidol nie indukuje CREB w podtypach MSN. A, Immunostaining dla CREB i GFP w prążkowiu D2-GFP myszy po przewlekłej kokainie lub przewlekłym haloperidolu (Rys. 1 i I 22 legendy dotyczące leczenia lekami). Pasek skali 50 μm. ...

Wyraźne wzorce indukcji ΔFosB w podtypach MSN przez narkotyki

Ponieważ poprzednie badania wykazały, że inne narkotyki mogą silnie wywoływać ΔFosB w podregionach prążkowia (Perrotti i wsp., 2008), zbadaliśmy ΔFosB w podtypach MSN po przewlekłej ekspozycji na opiaty, EtOH lub Δ (9) -THC. Najpierw zbadaliśmy, czy przewlekła ekspozycja na morfinę indukuje ΔFosB w określonych podtypach MSN w regionach prążkowia. D2-GFP myszy otrzymały dwa podskórne implanty peletek pozorowanych lub morfiny (25 mg) w dniach 1 i 3, a mózgi zebrano w dniu 5 (Rys. 4A) gdy indukowane jest ΔFosB, ale nie FosB (Zachariou i wsp., 2006). W uderzającym kontraście do kokainy, oba podtypy MSN wykazywały znaczący (i w przybliżeniu porównywalny) wzrost ΔFosB w rdzeniu NAc, powłoce NAc i dStr w grupie morfiny w porównaniu z pozorowanymi kontrolami, bez różnicy indukcji podtypu komórek ΔFosB obserwowanej w całym prążkowiu regiony (Rys. 4A): dwukierunkowa ANOVA; Rdzeń NAC: lek F(1,14) = 75.01, p <0.0001, po teście Bonferroniego: p <0.01 (D2-MSN), p <0.001 (D1-MSN); Powłoka NAc: lek F(1,14) = 62.87, p <0.0001, po teście Bonferroniego: p <0.01 (D2-MSN), p <0.05 (D1-MSN); dStr: drug F(1,14) = 60.11, p <0.001, po teście Bonferroniego: p <0.01 (D2-MSN), p <0.05 (D1-MSN).

Rysunek 4.  

Narkotyki indukują ΔFosB w podtypach MSN w regionach prążkowia. A, Przewlekłe leczenie morfiną (granulki 25 mg w dniach 1 i 3) w D2-GFP myszy powodują znaczącą indukcję ΔFosB w obu podtypach MSN w rdzeniu NAc, powłoce NAc i dStr ...

Następnie zbadaliśmy wzór indukcji ΔFosB w podtypach MSN po przewlekłej ekspozycji na EtOH. D2-GFP myszy otrzymały test wyboru dwóch butelek dla 10% EtOH (butelka A) i wody (butelka B), podczas gdy D2-GFP kontrole otrzymały wodę w obu butelkach (butelki A i B), dla 10 d i mózgi zebrano w dniu 11 (Rys. 4B). Myszy, które otrzymały butelkę 10% EtOH zużyły znacznie więcej EtOH w porównaniu z wodą, podczas gdy myszy otrzymujące wodę w obu butelkach nie wykazały różnicy w zużyciu cieczy (Rys. 4B): preferencja dla grupy wody z butelki A: 50.00 ± 4.551%, grupa EtOH: 84.44 ± 8.511%; Studenta t test p <0.05. Przewlekłe podawanie EtOH spowodowało znaczną indukcję ΔFosB selektywnie w D1-MSN w rdzeniu NAc, powłoce NAc i dStr, bez zmiany w D2-MSN (Rys. 4B): dwukierunkowa ANOVA, rdzeń NAC: lek × typ komórki: F(1,14) = 24.58, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.05; Powłoka NAc: lek × typ komórki: F(1,14) = 36.51, p <0.01, po teście Bonferroniego: p <0.01; dStr: lek × typ komórki: F(1,14) = 29.03, p <0.01, po teście Bonferroniego: p <0.01.

D2-GFP myszy traktowano również A (9) -THC (10 mg / kg, ip) dwa razy dziennie dla 7 d, a mózgi zbierano 24 h po ostatnim wstrzyknięciu. Podobnie do warunków kokainy i EtOH, zaobserwowaliśmy znaczący wzrost ΔFosB selektywnie w D1-MSN we wszystkich regionach prążkowia u myszy otrzymujących przewlekłe Δ (9) -THC (Rys. 3E): dwukierunkowy ANOVA, rdzeń NAC: lek × typ komórki F(1,8) = 26.37, p <0.01, po teście Bonferroniego: p <0.01; Powłoka NAc: lek × typ komórki: F(1,8) = 44.49, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.001; dStr: lek × typ komórki F(1,8) = 29.30, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.01.

Następnie zbadaliśmy, czy obserwowany wzorzec indukcji ΔFosB w podtypach MSN przez podawanie kokainy lub opiatów przez badacza występuje w paradygmatach warunkowych, w których myszy dobrowolnie podają lek. Pierwszy, D2-GFP myszy szkolono do samodzielnego podawania kokainy (0.5 mg / kg / infuzję) w schemacie FR1 dla 2 ha dzień dla 3 tygodni, a mózgi zbierano 24 h po ostatniej infuzji (Rys. 4D), gdy wiadomo, że ΔFosB, ale nie FosB, jest indukowane (Larson i in., 2010). Myszy spędzały znacznie więcej czasu naciskając dźwignię aktywną w stosunku do nieaktywnej (Rys. 4D; Studenta t test p <0.01). Średnia dzienna dawka kokainy wynosiła 19.1 mg / kg dożylnie (Rys. 4D), podobnie jak dawka dootrzewnowa 20 mg / kg stosowana powyżej (Rys. 1). Podobnie jak w przypadku niekonsekwentnej ekspozycji na kokainę (Rys. 1), stwierdziliśmy, że samodzielne podawanie kokainy spowodowało znaczącą indukcję ΔFosB tylko w D1-MSN we wszystkich regionach prążkowia w porównaniu z ekspozycją na sól fizjologiczną (Rys. 4D): dwukierunkowy ANOVA, rdzeń NAC: lek × typ komórki F(1,14) = 21.75, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.01; Powłoka NAc: lek × typ komórki: F(1,14) = 26.52, p <0.01, po teście Bonferroniego: p <0.01; dStr: lek × typ komórki F(1,14) = 33.68, p <0.001, po teście Bonferroniego: p <0.001. Podobnie, podobnie jak w przypadku niekrytycznej ekspozycji na opiaty (morfinę) (Rys. 4A), Znaleźliśmy to D2-GFP myszy, którym podawano heroinę samodzielnie (30 μg / kg na infuzję), w schemacie FR1 3 ha dzień dla tygodni 2 badano 24 h po ostatniej ekspozycji na lek, wykazywały istotną indukcję ΔFosB zarówno w D2-MSN, jak i D1-MSN w całym prążkowiu regiony (Rys. 4E): dwukierunkowa ANOVA, rdzeń NAC: lek F(1,12) = 68.88, p <0.001, po teście Bonferroniego: p <0.01 (D2-MSN), p <0.05 (D1-MSN); Powłoka NAc: lek F(1,12) = 80.08, p <0.0001, po teście Bonferroniego: p <0.01 (D2-MSN), p <0.001 (D1-MSN); dStr: drug F(1,12) = 63.36, p <0.001, po teście Bonferroniego: p < 0.05 (D2-MSN), p <0.05 (D1-MSN). Średnia dzienna dawka heroiny wynosiła 0.459 mg / kg, a myszy spędzały znacznie więcej czasu naciskając dźwignię aktywną niż nieaktywną (badanie Studenta t test p <0.05) (Rys. 4E).

Wzbogacanie środowiska i bodźce apetyczne indukują ΔFosB zarówno w D1-MSNs, jak i D2-MSNs

Ponieważ poprzednie badania wykazały, że nagrody naturalne wywołują ΔFosB w regionach prążkowia (Werme i wsp., 2002; Teegarden i Bale, 2007; Wallace i wsp., 2008; Solinas i in., 2009; Vialou i wsp., 2011), z indukcją przez koło działające selektywnie dla D1-MSNs (Werme i wsp., 2002) zbadaliśmy, czy indukcja przez inne nagrody naturalne wykazała specyficzność komórkową. Najpierw zastosowaliśmy paradygmat wzbogacania nieletnich, w którym D2-GFP myszy trzymano w wzbogaconym środowisku od odsadzenia (tygodnie 3) przez okres 4 (Rys. 5A). Wcześniej wykazano, że to podejście indukuje ΔFosB u myszy NAc i dStr (Solinas i in., 2009; Lehmann i Herkenham, 2011). W porównaniu z normalnymi warunkami mieszkaniowymi, wzbogacone środowisko znacząco zwiększyło ΔFosB we wszystkich regionach prążkowia, ale nie zrobiło tego w sposób specyficzny dla komórki, z porównywalną indukcją obserwowaną w D1-MSNs i D2-MSNs (Rys. 5A): dwukierunkowa ANOVA, rdzeń NAC: środowisko F(1,12) = 89.13, p <0.0001, po teście Bonferroniego: p <0.0001 (D2-MSN), p <0.0001 (D1-MSN); Powłoka NAc: środowisko F(1,12) = 80.50, p <0.0001, po teście Bonferroniego: p <0.001 (D2-MSN), p <0.001 (D1-MSN); dStr: environment F(1,12) = 56.42, p <0.01, po teście Bonferroniego: p <0.05 (D2-MSN), p <0.05 (D1-MSN).

Rysunek 5.  

Wzbogacanie środowiska i bodźce apetyczne indukują ΔFosB w obu podtypach MSN. A, D2-GFP myszy, które były trzymane w wzbogaconym środowisku, poczynając od P21 w tygodniach 4, wykazują indukcję ΔFosB w obu podtypach MSN w całym prążkowiu ...

Następnie zbadaliśmy ekspresję ΔFosB w podtypach MSN po przewlekłych bodźcach apetycznych. Najpierw przetestowaliśmy efekty przewlekłego picia sacharozy, które, jak wykazano wcześniej, indukuje ΔFosB u szczurzych NAc (Wallace i wsp., 2008). D2-GFP myszy otrzymały test wyboru dwóch butelek dla 10% sacharozy (butelka A) i wody (butelka B), podczas gdy D2-GFP kontrole otrzymały wodę w obu butelkach (butelka A i B) dla 10 d, a mózgi zebrano w dniu 11 (Rys. 5B). Myszy, które otrzymały 10% sacharozy, spożywały znacznie więcej sacharozy, podczas gdy myszy otrzymujące wodę w obu butelkach nie wykazywały różnicy w zużyciu cieczy (Rys. 5B): preferencja dla butelki A, woda: 50.00 ± 4.749%, sacharoza: 89.66 ± 4.473%; Studenta t test p <0.001. Okazało się, że chroniczne spożycie sacharozy indukowało ΔFosB w rdzeniu NAc, powłoce NAc i dStr i że wystąpiło to w obu podtypach MSN (Rys. 5B): dwukierunkowa ANOVA, rdzeń NAC: leczenie F(1,12) = 76.15 p <0.0001, po teście Bonferroniego: p <0.01 (D2-MSN), p <0.01 (D1-MSN); Powłoka NAc: leczenie F(1,12) = 63.35, p <0.001, po teście Bonferroniego: p <0.05 (D2-MSN), p <0.01 (D1-MSN); dStr: leczenie F(1,12) = 63.36, p <0.001, po teście Bonferroniego: p <0.01 (D2-MSN), p <0.05 (D1-MSN).

Na koniec zbadaliśmy ekspresję ΔFosB w podtypach MSN po ograniczeniu kalorii, ponieważ ten stan, który zwiększa aktywność lokomotoryczną i stan motywacyjny, wykazano wcześniej, aby zwiększyć poziomy ΔFosB u myszy NAc (Vialou i wsp., 2011). D2-GFP myszy przeszły protokół ograniczonej liczby kalorii, w którym otrzymały 60% ad libitum kalorie dziennie dla 10 d i mózgu były zbierane w dniu 11 (Rys. 5C). Ograniczenie kalorii zwiększyło poziomy ΔFosB w rdzeniu NAc i powłoce NAc, jak wcześniej wykazano (Vialou i wsp., 2011), a także zwiększył poziomy ΔFosB w dStr. Nie zaobserwowaliśmy jednak indukcji różnicowej w D1-MSNs w porównaniu z D2-MSNs (Rys. 5C): dwukierunkowa ANOVA, rdzeń NAC: leczenie F(1,12) = 67.94 p <0.0001, po teście Bonferroniego: p <0.01 (D2-MSN), p <0.01 (D1-MSN); Powłoka NAc: leczenie F(1,12) = 67.84, p <0.0001, po teście Bonferroniego: p <0.001 (D2-MSN), p <0.01 (D1-MSN); dStr: leczenie F(1,12) = 82.70, p <0.0001, po teście Bonferroniego: p <0.001 (D2-MSN), p <0.001 (D1-MSN).

Przewlekły stres społeczny i leczenie przeciwdepresyjne powodują różnicową indukcję ΔFosB w podtypach MSN

Wcześniej wykazaliśmy, że ΔFosB zwiększa się u NAc myszy po przewlekłym stresie społecznym (Vialou i wsp., 2010). Chociaż indukcję tę obserwowano zarówno u podatnych myszy (tych, które wykazują szkodliwe następstwa stresu), jak i u myszy, które są odporne (te, które unikają większości tych szkodliwych efektów), indukcja ΔFosB była większa w podgrupie sprężystej i była pokazana bezpośrednio pośredniczyć w stanie odporności. W niniejszym badaniu odkryliśmy uderzającą specyficzność komórkową dla indukcji ΔFosB w tych dwóch grupach fenotypowych. D2-GFP myszy poddano 10 d stresu związanego z klęską społeczną i podzielono na podatne i odporne populacje w oparciu o miarę interakcji społecznych (Rys. 6A), co silnie koreluje z innymi objawami behawioralnymi (Krishnan i in., 2007). Myszy, u których rozwinęły się podatne zachowania po stresie społecznym, wykazywały znaczącą indukcję ΔFosB w MSN D2 w rdzeniu NAc, powłoce NAc i dStr w porównaniu z myszami kontrolnymi i sprężystymi, bez indukcji w MSN D1. W uderzającym kontraście, elastyczne myszy wykazywały istotną indukcję ΔFosB w MSN D1 we wszystkich regionach prążkowia w porównaniu z myszami wrażliwymi i kontrolnymi, bez indukcji widocznej w D2-MSNs (Rys. 6A; dwukierunkowa ANOVA, rdzeń NAc: typ grupy × komórka F(1,20) = 20.11, p <0.05, test końcowy Bonferroniego: D2-MSN / wrażliwe p <0.05, D1-MSN / sprężysty p <0.05; Powłoka NAc: grupa × typ komórki F(1,20) = 27.79, p <0.01, test końcowy Bonferroniego: D2-MSN / wrażliwe p <0.001, D1-MSN / sprężysty p <0.01; dStr: grupa × typ komórki F(1,20) = 19.76, p <0.01, test końcowy Bonferroniego: D2-MSN / wrażliwe p <0.05, D1-MSN / sprężysty p < 0.01).

Rysunek 6.  

Przewlekły stres społeczny i przewlekła fluoksetyna powoduje indukcję ΔFosB w różnych podtypach MSN w prążkowiu. A, D2-GFP które są podatne na stres społeczny 10 d wykazują indukcję ΔFosB w D2-MSN we wszystkich prążkowiach ...

Przewlekłe leczenie lekiem przeciwdepresyjnym SSRI, fluoksetyną, odwraca zachowania podobne do depresji u podatnych myszy po przewlekłym stresie społecznym (Berton i in., 2006). Ponadto takie leczenie indukuje ΔFosB w NAc u myszy podatnych, jak i kontrolnych, i wykazaliśmy, że taka indukcja jest wymagana dla korzystnych efektów behawioralnych fluoksetyny (Vialou i wsp., 2010). W ten sposób zbadaliśmy specyficzność komórkową indukcji ΔFosB po przewlekłym podawaniu fluoksetyny. D2-GFP myszy otrzymywały fluoksetynę (20 mg / kg, ip) dla 14 d, a mózgi zbierano w dniu 15 (Rys. 6B). Zaobserwowaliśmy znaczącą indukcję ΔFosB w D1-MSN, ale nie w D2-MSN, u myszy leczonych fluoksetyną w porównaniu z kontrolą z nośnikiem (Rys. 6B; dwukierunkowa ANOVA, rdzeń NAC: lek × typ komórki F(1,10) = 14.59, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.01; Powłoka NAc: lek × typ komórki: F(1,10) = 26.14, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.01; dStr: lek × typ komórki F(1,10) = 8.19, p <0.05, po teście Bonferroniego: p < 0.001).

Optogenetyczna manipulacja in vivo aferentnych obszarów mózgu NAc powoduje wyraźne wzory indukcji ΔFosB w regionach prążkowia i podtypach MSN

Biorąc pod uwagę, że dopaminergiczne i glutaminergiczne bodźce doprowadzające do NAc mogą ułatwiać poszukiwanie nagrody i zmieniać zachowania podobne do depresji (Tsai i in., 2009; Covington i in., 2010; Adamantidis i in., 2011; Witten i in., 2011; Britt i in., 2012; Lammel i in., 2012; Stuber i in., 2012; Chaudhury i in., 2013; Kumar i wsp., 2013; Tye i in., 2013), zbadaliśmy indukcję ΔFosB w podtypach prążkowia MSN po manipulowaniu aktywnością kilku kluczowych aferentnych regionów mózgu. Wirusowo ekspresjonowaliśmy ChR2 w każdym z kilku regionów i aktywowaliśmy je niebieskim światłem (473 nm), jak opisano wcześniej (Gradinaru i in., 2010; Yizhar i in., 2011). Ponieważ ostatnie badania wykazały, że stymulacja fazowa światłem niebieskim, po nieselektywnej ekspresji ChR2 w VTA, spowodowała ten sam fenotyp behawioralny, co selektywna stymulacja fazowa neuronów dopaminowych VTA ChR2 (Chaudhury i in., 2013), wyrażaliśmy ChR2 przy użyciu AAV-hsyn-ChR2-EYFP w VTA z D2-GFP myszy; myszom kontrolnym wstrzyknięto AAV-hsyn-EYFP. Skrawki VTA koimmunowano z hydroksylazą tyrozynową i GFP w celu wizualizacji ekspresji ChR2-EYFP (Rys. 7C). D2-GFP myszy eksprymujące sam ChR2-EFYP lub EYFP w VTA otrzymały 5 d 10 min niebieskiej jasności stymulacji fazowej VTA, jak opisano wcześniej (Koo i in., 2012; Chaudhury i in., 2013) (Rys. 7A), a mózgi zebrano 24 h po ostatniej stymulacji. Nie było odczulania zdolności ChR2 do aktywacji neuronów dopaminowych VTA po stymulacji 5 d (Rys. 7B). Odkryliśmy, że powtarzana stymulacja fazowa neuronów VTA wyrażających ChR2-EYFP zwiększa ΔFosB w obu podtypach MSN w rdzeniu NAc, ale tylko w D1-MSN w powłoce NAc (Rys. 7C; dwukierunkowa ANOVA, rdzeń NAc: bodźce optogenetyczne F(1,16) = 51.97, p <0.0001, po teście Bonferroniego: p <0.001; (oba podtypy MSN) Powłoka NAc: bodźce optogenetyczne × typ komórki: F(1,16) = 13.82, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.01). Nie zaobserwowaliśmy indukcji ΔFosB w dStr po stymulacji fazowej światłem niebieskim do ChR2-EYFP wyrażającego VTA w porównaniu z kontrolami EYFP. Wyniki te należy interpretować z ostrożnością, ponieważ nie celowaliśmy selektywnie w neurony dopaminowe VTA do stymulacji optycznej, a ostatnie badania wykazały neurony projekcji niedopaminergicznej w VTA, a także znaczną heterogeniczność VTA, co może prowadzić do rozbieżnych odpowiedzi behawioralnych w zależności od odpalenia. parametry i subpopulacje neuronów dotkniętych (Tsai i in., 2009; Lammel i in., 2011, 2012; Witten i in., 2011; Kim i wsp., 2012, 2013; Tan i in., 2012; van Zessen i in., 2012; Stamatakis i Stuber, 2012; Chaudhury i in., 2013; Tye i in., 2013).

Rysunek 7.  

Optogenetyczna aktywacja regionów mózgu unerwiających NAc powoduje wyraźne wzory indukcji ΔFosB w podtypach MSN i regionach prążkowia. A, Optogenetyczny paradygmat stymulacji dla wszystkich warunków. Mózgi zebrano 24 h po 5 d optogenetycznej ...

Następnie wykorzystaliśmy wektory AAV-CaMKII-ChR2-mCherry i AAV-CaMKII-mCherry do ekspresji ChR2-mCherry lub mCherry w roli kontrolnej w mPFC, amygdala lub vHippo of D2-GFP myszy (Rys. 7D-F). Wykazano, że ChR2 i mCherry, w których pośredniczy wirus CaMKII-ChR2, ulegają kolokalizacji z ekspresją CaMKII, która w przeważającej mierze oznacza neurony glutaminergiczne (Gradinaru i in., 2009; Warden i in., 2012). Aktywowaliśmy komórki wyrażające ChR2 w tych regionach za pomocą 20 Hz niebieskiego światła dla 10 min dziennie dla 5 d, a mózgi zebrano 24 h po ostatniej stymulacji (Rys. 7A). Ten wzorzec stymulacji wywołał wypalanie N27 – 33 Hz, głównie ze względu na obserwowane wybijanie dubletów. Nie wystąpiła widoczna desensytyzacja ChR2 przy stymulacji 5 d; zaobserwowaliśmy jednak niewielki wzrost pobudzenia od 1 do 5 d (32 – 33 Hz) stymulacji. Odkryliśmy, że aktywacja optogenetyczna neuronów mPFC spowodowała indukcję ΔFosB w MSN D1 w rdzeniu NAc, podczas gdy indukcja ΔFosB wystąpiła w obu podtypach MSN w powłoce NAc (Rys. 7D; dwukierunkowa ANOVA, rdzeń NAc: bodziec optogenetyczny × typ komórki F(1,14) = 10.31, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.01; Powłoka NAc: bodźce optogenetyczne F(1,14) = 57.17, p <0.001, po teście Bonferroniego: p <0.05 (D2-MSN), p <0.01 (D1-MSN)). Nie zaobserwowano zmiany poziomów ΔFosB w dStr po aktywacji mPFC. Natomiast optogenetyczna aktywacja neuronów ciała migdałowatego indukowała ΔFosB w obu podtypach MSN w rdzeniu NAc i wybiórczo w D1-MSN w powłoce NAc, bez zmiany występującej w dStr (Rys. 7E; dwukierunkowa ANOVA, rdzeń NAc: bodźce optogenetyczne F(1,10) = 78.92, p <0.0001, po teście Bonferroniego: p <0.001 (D2-MSN), p <0.0001 (D1-MSN); Powłoka NAc: bodźce optogenetyczne × typ komórki: F(1,10) = 30.31, p <0.0001, po teście Bonferroniego: p <0.0001). Wreszcie, optogenetyczna aktywacja neuronów vHippo spowodowała znaczną indukcję ΔFosB tylko w D1-MSN zarówno w rdzeniu NAc, jak i powłoce NAc, przy czym ponownie nie obserwowano zmiany w dStr (Rys. 7F; dwukierunkowa ANOVA, rdzeń NAc: bodziec optogenetyczny × typ komórki F(1,10) = 18.30, p <0.05, po teście Bonferroniego: p <0.01; Powłoka NAc: bodźce optogenetyczne × typ komórki: F(1,10) = 22.69, p <0.05, po teście Bonferroniego: p < 0.01).

Dyskusja

Niniejsze badanie bada indukcję ΔFosB w D1-MSN i D2-MSN w regionach prążkowia po kilku przewlekłych bodźcach (Tabela 1). Najpierw ustalamy możliwość wykorzystania D1-GFP i D2-GFP linie reporterowe w celu wykazania selektywnej indukcji ΔFosB w MSN D1 po przewlekłej kokainie i MSN po D2 po przewlekłym haloperidolu. Ustalenia dotyczące kokainy są zgodne z wcześniejszymi badaniami (Moratalla i wsp., 1996; Lee i wsp., 2006) oraz ustanowiona rola ΔFosB w D1-MSNs w promowaniu nagrody za kokainę (Kelz i wsp., 1999; Colby i wsp., 2003; Grueter i in., 2013). Wcześniej wykazaliśmy, że kokaina podawana przez badacza i samemu wywołuje ΔFosB w równoważnym stopniu w NAc (Winstanley i wsp., 2007; Perrotti i wsp., 2008), i co ważne, pokazujemy tutaj, że oba tryby spożycia kokainy indukują ΔFosB selektywnie w D1-MSN we wszystkich trzech regionach prążkowia. Nasze odkrycia są zgodne z wcześniejszymi badaniami wykazującymi, że ostra kokaina indukuje inne wczesne wczesne geny i fosforylację kilku wewnątrzkomórkowych białek sygnałowych tylko w D1-MSNs (Bateup i in., 2008; Bertran-Gonzalez i in., 2008). Podobnie, odwrotny wzorzec indukcji ΔFosB po przewlekłym haloperidolu jest zgodny z blokadą tej indukcji przez agonistów receptora podobnego do D2 (Atkins i in., 1999), oraz z ostrą, selektywną indukcją haloperidolu w postaci natychmiastowych wczesnych genów i fosforylacji kilku białek sygnałowych w D2-MSN (Bateup i in., 2008; Bertran-Gonzalez i in., 2008).

Tabela 1.  

Indukcja ΔFosB w podtypach prążkowia MSN po przewlekłych bodźcach farmakologicznych, emocjonalnych i optogenetycznycha

Podobnie jak w przypadku kokainy, stwierdziliśmy, że przewlekła ekspozycja na dwa inne narkotyki, EtOH i Δ (9) -THC, indukuje ΔFosB selektywnie w D1-MSN we wszystkich regionach prążkowia. Wcześniej wykazaliśmy, że EtOH indukuje ΔFosB w rdzeniu NAc, powłoce NAc i dStr, ale Δ (9) -THC znacząco zwiększa ΔFosB w rdzeniu NAc, z tendencją obserwowaną w innych regionach (Perrotti i wsp., 2008). Podobnie zaobserwowaliśmy tutaj największą indukcję Δ (9) -THC ΔFosB w rdzeniu NAc w D1-MSNs; nasza zdolność do wykazania indukcji w innych regionach prążkowia jest prawdopodobnie spowodowana zastosowaną analizą specyficzną dla komórek. Co ciekawe, przewlekłe samopodawanie morfiny i heroiny, w przeciwieństwie do innych nadużywanych leków, indukowało ΔFosB w obu podtypach MSN w porównywalnym stopniu we wszystkich regionach prążkowia. Niedawne badanie wykazało, że ostra morfina indukuje c-Fos w D1-MSN, podczas gdy precypitacja naloksonem po przewlekłej morfinie indukuje c-Fos w D2-MSNs (Enoksson i in., 2012). Chociaż nie zaobserwowaliśmy objawów odstawienia opiatów w naszym badaniu, nie można wykluczyć, że bardziej subtelne wycofanie występujące przy podawaniu morfiny lub heroiny w badanym punkcie czasowym jest odpowiedzialne za indukcję ΔFosB w MSN D2 widocznym tutaj. Pokazaliśmy wcześniej, że ΔFosB w D1-MSN, ale nie D2-MSN, zwiększa satysfakcjonujące odpowiedzi na morfinę (Zachariou i wsp., 2006). Interesujące byłoby przetestowanie możliwości, że indukcja ΔFosB w MSN D2 przyczynia się do niepożądanych efektów wycofania opiatów. Podobnie, należy zbadać potencjalny wkład wycofania leku i głodu indukcji ΔFosB w przypadku wszystkich leków.

Poprzednie badania pokazują, że wzbogacanie środowiska podczas rozwoju powoduje ΔFosB w NAc i dStr (Solinas i in., 2009; Lehmann i Herkenham, 2011). Nasze dane pokazują, że ta akumulacja występuje jednakowo w D1-MSNs i D2-MSN we wszystkich regionach prążkowia. Paradygmat wzbogacania okazał się wcześniej tępym nagradzaniem i reakcjami lokomotorycznymi na kokainę (Solinas i in., 2009); jednak ten fenotyp behawioralny prawdopodobnie nie jest konsekwencją akumulacji ΔFosB, ponieważ indukcja ΔFosB tylko w D1-MSN zwiększa reakcje behawioralne na kokainę, podczas gdy taka indukcja w MSN D2 nie ma zauważalnego efektu (Kelz i wsp., 1999; Colby i wsp., 2003; Grueter i in., 2013). Wykazano, że przewlekłe zużycie sacharozy zwiększa ΔFosB w NAc, a nadekspresja ΔFosB, zarówno w MSN D1, jak i w obu podtypach, w NAc zwiększa spożycie sacharozy (Olausson i wsp., 2006; Wallace i wsp., 2008). Tutaj zaobserwowaliśmy porównywalną indukcję ΔFosB w obu podtypach MSN w NAc i dStr po piciu sacharozy. W końcu wykazaliśmy wcześniej, że indukcja ΔFosB w NAc pośredniczy w pewnych adaptacyjnych reakcjach na ograniczenie kalorii poprzez zwiększoną motywację do wysokotłuszczowej żywności i zmniejszenie wydatków na energię (Vialou i wsp., 2011). Ogólnie wyniki te pokazują, że akumulacja ΔFosB w NAc i dStr występuje zarówno w D1-MSN, jak i D2-MSN w odpowiedzi na kilka naturalnych nagród. To odkrycie jest zaskakujące, biorąc pod uwagę obserwację, że ΔFosB gromadzi się w D1-MSN dopiero po kolejnej naturalnej nagrodzie, przewlekłym biegu koła, i że nadekspresja ΔFosB w D1-MSN poprawiła bieg koła, podczas gdy nadekspresja ΔFosB w D2-MSN zmniejszyła bieg koła (Werme i wsp., 2002). Jednak ruch koła może aktywować różne ścieżki motoryczne, które są odpowiedzialne za jego inny wzór indukcji ΔFosB. W każdym razie wyniki z innymi naturalnymi nagrodami sugerują, że różnie kontrolują ΔFosB w prążkowiu w porównaniu z silniejszymi nagrodami leków, takimi jak kokaina, EtOH i Δ (9) -THC. Indukcja ΔFosB w obu podtypach MSN w tych naturalnych warunkach nagradzania jest zgodna z niedawnym badaniem wykazującym, że inicjacja działania dla nagrody żywnościowej aktywuje oba podtypy MSN (Cui i in., 2013).

Przewlekły stres społeczny powoduje ΔFosB w powłoce NAc u podatnych i odpornych myszy, ale w rdzeniu NAc tylko u myszy odpornych (Vialou i wsp., 2010). Ponadto, nadekspresja ΔFosB w D1-MSN promuje odporność po przewlekłym stresie społecznym. Przewlekłe leczenie fluoksetyną powoduje również akumulację ΔFosB u NAc myszy, które wcześniej nie były narażone na stres i u podatnych myszy po przewlekłym stresie społecznym, a wykazano, że nadekspresja ΔFosB pośredniczy w podobnych zachowaniach odpowiedzi antydepresyjnych (Vialou i wsp., 2010). Wreszcie, poprzednie badanie wykazało indukcję ΔFosB w obu podtypach MSN po przewlekłym stresie ograniczającym (Perrotti i wsp., 2004). Wyniki niniejszego badania, w którym wykazaliśmy indukcję ΔFosB selektywnie w D1-MSN u elastycznych i leczonych fluoksetyną myszy, ale selektywnie w D2-MSN u wrażliwych myszy, dostarczają ważnego wglądu w te wcześniejsze odkrycia i potwierdzają hipotezę, że ΔFosB w D1- MSNs pośredniczą w sprężystości i działaniu przeciwdepresyjnym, podczas gdy ΔFosB w MSN D2 może pośredniczyć w podatności. Potrzebne są dalsze prace, aby przetestować tę hipotezę.

Ostatnie prace z wykorzystaniem optogenetyki demonstrują silną rolę dopaminergicznych i glutaminergicznych związków aferentnych w NAc w modulowaniu reakcji nagrody i stresu (patrz Wyniki). Korzystamy z tych narzędzi optogenetycznych do badania indukcji ΔFosB w D1-MSN i D2-MSN po wielokrotnej aktywacji regionów aferentnych NAc. Odkryliśmy, że stymulacja fazowa neuronów VTA lub aktywacja głównie neuronów glutaminergicznych w ciele migdałowatym indukuje ΔFosB w MSN D1 w powłoce NAc i w obu podtypach MSN w rdzeniu NAc. W przeciwieństwie do tego, aktywacja neuronów mPFC powoduje odwrotny wzorzec indukcji ΔFosB, ze zwiększonymi poziomami w MSN D1 w rdzeniu NAc, ale indukcja w obu podtypach MSN w powłoce NAc. Wreszcie, aktywacja optogenetyczna neuronów vHippo powoduje akumulację ΔFosB tylko w MSN D1 w rdzeniu i powłoce NAc. Wyniki vHippo są spójne z najnowszymi badaniami wykazującymi, że dane wejściowe hipokampa są znacznie słabsze na MSN D2 w porównaniu z MSNs D1-MSN (MacAskill i in., 2012) i że te dane kontrolują ruchy wywołane kokainą (Britt i in., 2012). Co więcej, nasza demonstracja indukcji ΔFosB głównie w D1-MSN ze wszystkimi danymi wejściowymi jest zgodna z wcześniejszymi badaniami wykazującymi, że ΔFosB w D1-MSN zwiększa nagradzające reakcje na nadużywane leki, jak również badania pokazujące, że optogenetyczna stymulacja neuronów dopaminowych VTA lub mPFC, ciała migdałowate lub terminale vHippo w NAc promują nagrodę (Kelz i wsp., 1999; Zachariou i wsp., 2006; Tsai i in., 2009; Witten i in., 2011; Britt i in., 2012; Grueter i in., 2013).

Ostatecznie jest prawdopodobne, że w tych dwóch podtypach MSN istnieją selektywne zespoły neuronowe, które są różnie aktywowane przez bodźce pozytywne lub negatywne. Może to tłumaczyć naszą obserwację indukcji ΔFosB w D2-MSN w pewnych warunkach nagradzania (opiaty i nagrody naturalne), jak również w warunkach awersji (klęska społeczna). Striatum jest bardzo niejednorodne poza podtypami MSN, w tym przedziały krosowe i macierzowe w prążkowiu grzbietowym i brzusznym (Gerfen, 1992; Watabe-Uchida i in., 2012). Co więcej, wcześniejsze badania wykazują aktywację bardzo małego odsetka zespołów neuronalnych prążkowia przez psychostymulanty, przy zwiększonej indukcji FosB gen w tych aktywowanych neuronach (Guez-Barber i in., 2011; Liu i wsp., 2013), chociaż nie wiadomo, czy aktywowanymi neuronami są D1-MSN lub D2-MSN. Funkcja ΔFosB w rdzeniu w stosunku do powłoki w pośredniczeniu w zachowaniach nagradzających i awersyjnych jest również nieznana. Nadekspresja ΔFosB w D1-MSN zwiększyła cichą synapsę w rdzeniu i powłoce, ale ekspresja w D2-MSN zmniejszyła cichą synapsę tylko w powłoce (Grueter i in., 2013). Ponadto, indukcja ΔFosB w rdzeniu w porównaniu z otoczką jest prawdopodobnie mediowana przez różne mechanizmy, jak stwierdziliśmy za pośrednictwem kokainy stabilizację CaMKIIα ΔFosB w powłoce, ale nie rdzeń prowadzący do większej akumulacji ΔFosB w powłoce (Robison i in., 2013). Przyszłe badania, które selektywnie celują w podtypy MSN w rdzeniu w porównaniu z otoczką, aktywowanymi zespołami neuronowymi lub przedziałami między macierzami, pomogą określić behawioralną rolę ΔFosB w tych heterogenicznych regionach.

Ogólnie rzecz biorąc, te indukowane obwodowo wzorce indukcji komórek ΔFosB w NAc sugerują, że bodźce nagradzające i stresujące różnie angażują różne neurony aferentne w celu kodowania specyficznych cech tych bodźców. Nasze wyniki nie tylko zapewniają wszechstronny wgląd w indukcję ΔFosB w podtypach prążkowia MSN przez bodźce przewlekłe, ale także ilustrują użyteczność w stosowaniu ΔFosB jako markera molekularnego w celu zrozumienia trwałych efektów określonych obwodów nerwowych na wpływ na funkcję NAc.

Przypisy

Autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów finansowych.

Referencje

  1. Adamantidis AR, Tsai HC, Boutrel B, Zhang F, Stuber GD, Budygin EA, Touriño C, Bonci A, Deisseroth K, de Lecea L. Optogenetyczne badanie modulacji dopaminergicznej wielu faz zachowania poszukującego nagrody. J Neurosci. 2011; 31: 10829 – 10835. doi: 10.1523 / JNEUROSCI.2246-11.2011. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  2. Albin RL, Young AB, Penney JB. Anatomia funkcjonalna zaburzeń zwojów podstawnych. Trendy Neurosci. 1989; 12: 366 – 375. doi: 10.1016 / 0166-2236 (89) 90074-X. [PubMed] [Cross Ref]
  3. Atkins JB, Chlan-Fourney J, Nye HE, Hiroi N, Carlezon WA, Jr, Nestler EJ. Specyficzna dla regionu indukcja δFosB przez wielokrotne podawanie typowych i atypowych leków przeciwpsychotycznych. Synapsa. 1999; 33: 118-128. doi: 10.1002 / (SICI) 1098-2396 (199908) 33: 2 <118 :: AID-SYN2> 3.0.CO% 3B2-L. [PubMed] [Cross Ref]
  4. Bateup HS, Svenningsson P, Kuroiwa M, Gong S, Nishi A, Heintz N, Greengard P. Cell specyficzna regulacja fosforylacji DARPP-32 przez leki psychostymulujące i przeciwpsychotyczne. Nat Neurosci. 2008; 11: 932 – 939. doi: 10.1038 / nn.2153. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  5. Berton O, McClung CA, Dileone RJ, Krishnan V, Renthal W, Russo SJ, Graham D, Tsankova NM, Bolanos CA, Rios M, Monteggia LM, Self DW, Nestler EJ. Istotna rola BDNF w mezolimbicznym szlaku dopaminowym w stresie społecznym. Nauka. 2006; 311: 864 – 868. doi: 10.1126 / science.1120972. [PubMed] [Cross Ref]
  6. Bertran-Gonzalez J, Bosch C, Maroteaux M, Matamales M, Hervé D, Valjent E, Girault JA. Przeciwne wzory aktywacji sygnalizacyjnej w neuronach prążkowia wyrażających receptory dopaminy D1 i D2 w odpowiedzi na kokainę i haloperidol. J Neurosci. 2008; 28: 5671 – 5685. doi: 10.1523 / JNEUROSCI.1039-08.2008. [PubMed] [Cross Ref]
  7. Britt JP, Benaliouad F, McDevitt RA, Stuber GD, Wise RA, Bonci A. Synaptyczny i behawioralny profil wielu wejść glutaminergicznych do jądra półleżącego. Neuron. 2012; 76: 790 – 803. doi: 10.1016 / j.neuron.2012.09.040. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  8. Chan CS, Peterson JD, Gertler TS, Glajch KE, Quintana RE, Cui Q, Sebel LE, Plotkin JK, Heiman M, Heintz N, Greengard P, Surmeier DJ. Szczepowa regulacja fenotypu prążkowia u transgenicznych myszy Drd2-eGFP BAC. J Neurosci. 2012; 32: 9124 – 9132. doi: 10.1523 / JNEUROSCI.0229-12.2012. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  9. Chaudhury D, Walsh JJ, Friedman AK, Juarez B, Ku SM, Koo JW, Ferguson D, Tsai HC, Pomeranz L, Christoffel DJ, Nectow AR, Ekstrand M, Domingos A, Mazei-Robison MS, Mouzon E, Lobo MK, Neve RL, Friedman JM, Russo SJ, Deisseroth K, et al. Szybka regulacja zachowań związanych z depresją poprzez kontrolę neuronów dopaminowych śródmózgowia. Natura. 2013; 493: 532 – 536. doi: 10.1038 / nature11713. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  10. Colby CR, Whisler K, Steffen C, Nestler EJ, Self DW. ΔFosB zwiększa motywację do kokainy. J Neurosci. 2003; 23: 2488 – 2493. [PubMed]
  11. Covington HE, 3rd, Lobo MK, Maze I, Vialou V, Hyman JM, Zaman S, LaPlant Q, Mouzon E, Ghose S, Tamminga CA, Neve RL, Deisseroth K, Nestler EJ. Działanie przeciwdepresyjne stymulacji optogenetycznej przyśrodkowej kory przedczołowej. J Neurosci. 2010; 30: 16082 – 16090. doi: 10.1523 / JNEUROSCI.1731-10.2010. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  12. Cui G, Jun SB, Jin X, Pham MD, Vogel SS, Lovinger DM, Costa RM. Równoczesna aktywacja bezpośrednich i pośrednich szlaków prążkowia podczas inicjacji działania. Natura. 2013; 494: 238 – 242. doi: 10.1038 / nature11846. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  13. Enoksson T, Bertran-Gonzalez J, Christie MJ. Jądrowe półleżące średnie neurony kolczaste wyrażające receptor D2 i D1 są selektywnie aktywowane odpowiednio przez odstawienie morfiny i ostrą morfinę. Neuropharmakologia. 2012; 62: 2463 – 2471. doi: 10.1016 / j.neuropharm.2012.02.020. [PubMed] [Cross Ref]
  14. Gerfen CR. Mozaika prążkowia: wiele poziomów organizacji przedziałów w zwojach podstawy. Annu Rev Neurosci. 1992; 15: 285 – 320. doi: 10.1146 / annurev.ne.15.030192.001441. [PubMed] [Cross Ref]
  15. Gittis AH, Kreitzer AC. Mikroukłady prążkowia i zaburzenia ruchowe. Trendy Neurosci. 2012; 35: 557 – 564. doi: 10.1016 / j.tins.2012.06.008. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  16. Gong S, Zheng C, Doughty ML, Losos K, Didkovsky N, Schambra UB, Nowak NJ, Joyner A, Leblanc G, Hatten ME, atlas ekspresji genów centralnego układu nerwowego Heintza N. A na podstawie sztucznych chromosomów bakteryjnych. Natura. 2003; 425: 917 – 925. doi: 10.1038 / nature02033. [PubMed] [Cross Ref]
  17. Gradinaru V, Mogri M, Thompson KR, Henderson JM, Deisseroth K. Optyczna dekonstrukcja parkonowego układu nerwowego. Nauka. 2009; 324: 354 – 359. doi: 10.1126 / science.1167093. [PubMed] [Cross Ref]
  18. Gradinaru V, Zhang F, Ramakrishnan C, Mattis J., Prakash R, Diester I, Goshen I, Thompson KR, Deisseroth K. Molekularne i komórkowe podejścia do dywersyfikacji i rozszerzania optogenetyki. Komórka. 2010; 141: 154 – 165. doi: 10.1016 / j.cell.2010.02.037. [PubMed] [Cross Ref]
  19. Graybiel AM. Zwoje podstawy. Curr Biol. 2000; 10: R509 – R511. doi: 10.1016 / S0960-9822 (00) 00593-5. [PubMed] [Cross Ref]
  20. Green TA, Alibhai IN, Roybal CN, Winstanley CA, Theobald DE, Birnbaum SG, Graham AR, Unterberg S, Graham DL, Vialou V, Bass CE, Terwilliger EF, Bardo MT, Nestler EJ. Wzbogacenie środowiska wywołuje fenotyp behawioralny, w którym pośredniczy aktywność wiązania cyklicznego elementu odpowiedzi monofosforanu adenozyny (CREB) w jądrze półleżącym. Biol Psychiatry. 2010; 67: 28 – 35. doi: 10.1016 / j.biopsych.2009.06.022. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  21. Grueter BA, Robison AJ, Neve RL, Nestler EJ, Malenka RC. ΔFosB moduluje różnicowo funkcję jądra półleżącego bezpośrednio i pośrednio. Proc Natl Acad Sci US A. 2013; 110: 1923 – 1928. doi: 10.1073 / pnas.1221742110. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  22. Guez-Barber D, Fanous S, Golden SA, Schrama R, Koya E, Stern AL, Bossert JM, Harvey BK, Picciotto MR, Hope BT. FACS identyfikuje unikalną indukowaną kokainą regulację genów w selektywnie aktywowanych dorosłych neuronach prążkowia. J Neurosci. 2011; 31: 4251 – 4259. doi: 10.1523 / JNEUROSCI.6195-10.2011. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  23. Heiman M, Schaefer A, Gong S, Peterson JD, Day M, Ramsey KE, Suárez-Farinas M, Schwarz C, Stephan DA, Surmeier DJ, Greengard P, Heintz N. Podejście do profilowania translacyjnego dla charakterystyki molekularnej typów komórek CNS . Komórka. 2008; 135: 738 – 748. doi: 10.1016 / j.cell.2008.10.028. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  24. Hiroi N, Graybiel AM. Nietypowe i typowe terapie neuroleptyczne wywołują odrębne programy ekspresji czynników transkrypcyjnych w prążkowiu. J Comp Neurol. 1996; 374: 70–83. doi: 10.1002 / (SICI) 1096-9861 (19961007) 374: 1 <70 :: AID-CNE5> 3.0.CO% 3B2-K. [PubMed] [Cross Ref]
  25. Hiroi N, Brown JR, Haile CN, Ye H, Greenberg ME, Nestler EJ. Myszy z mutacją FosB: utrata przewlekłej indukcji kokainy białek związanych z Fos i zwiększona wrażliwość na psychomotoryczne i nagradzające efekty kokainy. Proc Natl Acad Sci US A. 1997; 94: 10397–10402. doi: 10.1073 / pnas.94.19.10397. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  26. Hope BT, Nye HE, Kelz MB, Self DW, Iadarola MJ, Nakabeppu Y, Duman RS, Nestler EJ. Indukcja długotrwałego kompleksu AP-1 złożonego ze zmienionych białek podobnych do fosforu w mózgu przez przewlekłe leczenie kokainą i innymi przewlekłymi metodami. Neuron. 1994; 13: 1235 – 1244. doi: 10.1016 / 0896-6273 (94) 90061-2. [PubMed] [Cross Ref]
  27. Kalivas PW, Churchill L, Klitenick MA. Projekcja GABA i enkefalina z jądra półleżącego i brzusznego bladego do brzusznego obszaru nakrywkowego. Neuroscience. 1993; 57: 1047 – 1060. doi: 10.1016 / 0306-4522 (93) 90048-K. [PubMed] [Cross Ref]
  28. Kaplan GB, Leite-Morris KA, Fan W, Young AJ, Guy MD. Uczulenie opiatów indukuje ekspresję FosB / ΔFosB w obszarach mózgu przedczołowego, prążkowia i ciała migdałowatego. PLoS One. 2011; 6: e23574. doi: 10.1371 / journal.pone.0023574. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  29. Kelz MB, Chen J, Carlezon WA, Jr, Whisler K, Gilden L, Beckmann AM, Steffen C, Zhang YJ, Marotti L, Self DW, Tkatch T, Baranauskas G, Surmeier DJ, Neve RL, Duman RS, Picciotto MR, Nestler EJ. Ekspresja czynnika transkrypcyjnego ΔFosB w mózgu kontroluje wrażliwość na kokainę. Natura. 1999; 401: 272 – 276. doi: 10.1038 / 45790. [PubMed] [Cross Ref]
  30. Kim KM, Baratta MV, Yang A, Lee D, Boyden ES, Fiorillo CD. Optogenetyczna mimika przejściowej aktywacji neuronów dopaminowych za pomocą naturalnej nagrody jest wystarczająca do wzmocnienia operanta. PLoS One. 2012; 7: e33612. doi: 10.1371 / journal.pone.0033612. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  31. Kim TI, McCall JG, Jung YH, Huang X, Siuda ER, Li Y, Song J, Song YM, Pao HA, Kim RH, Lu C, Lee SD, Song IS, Shin G, Al-Hasani R, Kim S, Tan MP, Huang Y, Omenetto FG, Rogers JA, et al. Wstrzykiwalna optoelektronika w skali komórkowej z aplikacjami do bezprzewodowej optogenetyki. Nauka. 2013; 340: 211 – 216. doi: 10.1126 / science.1232437. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  32. Koo JW, Mazei-Robison MS, Chaudhury D, Juarez B, LaPlant Q, Ferguson D, Feng J, Sun H, Scobie KN, Damez-Werno D, Crumiller M, Ohnishi YN, Ohnishi YH, Mouzon E, Dietz DM, Lobo MK, Neve RL, Russo SJ, Han MH, Nestler EJ. BDNF jest negatywnym modulatorem działania morfiny. Nauka. 2012; 338: 124 – 128. doi: 10.1126 / science.1222265. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  33. Krishnan V, Han MH, Graham DL, Berton O, Renthal W, Russo SJ, Laplant Q, Graham A, Lutter M, Lagace DC, Ghose S, Reister R, Tannous P, Green TA, Neve RL, Chakravarty S, Kumar A , Eisch AJ, Self DW, Lee FS i in. Adaptacje molekularne leżące u podstaw podatności i odporności na porażkę społeczną w regionach nagradzających mózg. Komórka. 2007; 131: 391 – 404. doi: 10.1016 / j.cell.2007.09.018. [PubMed] [Cross Ref]
  34. Kumar S, Black SJ, Hultman R, Szabo ST, DeMaio KD, Du J, Katz BM, Feng G, Covington HE, 3rd, Dzirasa K. Cortical kontrola sieci afektywnych. J Neurosci. 2013; 33: 1116 – 1129. doi: 10.1523 / JNEUROSCI.0092-12.2013. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  35. Lammel S, Ion DI, Roeper J, Malenka RC. Specyficzna projekcja modulacji synaps neuronów dopaminowych przez bodźce awersyjne i nagradzające. Neuron. 2011; 70: 855 – 862. doi: 10.1016 / j.neuron.2011.03.025. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  36. Lammel S, Lim BK, Ran C, Huang KW, Betley MJ, Tye KM, Deisseroth K, Malenka RC. Specyficzna kontrola nagrody i awersji w brzusznym obszarze nakrywkowym. Natura. 2012; 491: 212 – 217. doi: 10.1038 / nature11527. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  37. Larson EB, Akkentli F, Edwards S, Graham DL, Simmons DL, Alibhai IN, Nestler EJ, Self DW. Regulacja prążkowia ΔFosB, FosB i cFos podczas samopodawania i odstawiania kokainy. J Neurochem. 2010; 115: 112 – 122. doi: 10.1111 / j.1471-4159.2010.06907.x. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  38. Lee KW, Kim Y, Kim AM, Helmin K, Nairn AC, Greengard P. Cocaine wywołał tworzenie się kręgosłupa dendrytycznego w średnich kolczastych neuronach kolistych receptorów dopaminy D1 i D2 w jądrze półleżącym. Proc Natl Acad Sci US A. 2006; 103: 3399 – 3404. doi: 10.1073 / pnas.0511244103. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  39. Lehmann ML, Herkenham M. Wzbogacenie środowiska zapewnia odporność na stres do porażki społecznej poprzez zależny od kory mózgowej szlak neuroanatomiczny. J Neurosci. 2011; 31: 6159 – 6173. doi: 10.1523 / JNEUROSCI.0577-11.2011. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  40. Liu QR, Rubio FJ, Bossert JM, Marchant NJ, Fanous S, Hou X, Shaham Y, Hope BT. Wykrywanie zmian molekularnych w neuronach ekspresjonujących Fos aktywowanych metamfetaminą z pojedynczego prążkowia grzbietowego szczura przy użyciu sortowania komórek aktywowanego fluorescencją (FACS) J Neurochem. 2013 doi: 10.1111 / jnc.12381. doi: 10.1111 / jnc.12381. Publikacja online z wyprzedzeniem. Odzyskano lipiec 29, 2013. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  41. Lobo MK, Covington HE, 3rd, Chaudhury D, Friedman AK, Sun H, Damez-Werno D, Dietz DM, Zaman S, Koo JW, Kennedy PJ, Mouzon E, Mogri M, Neve RL, Deisseroth K, Han MH, Nestler EJ. Specyficzna dla komórek utrata sygnalizacji BDNF naśladuje optogenetyczną kontrolę nagrody kokainowej. Nauka. 2010; 330: 385 – 390. doi: 10.1126 / science.1188472. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  42. Lobo MK, Nestler EJ. Równoważenie prążkowia w uzależnieniu od narkotyków: odrębne role pośredniej i bezpośredniej ścieżki średnich kolczastych neuronów. Przód Neuroanat. 2011; 5: 41. doi: 10.3389 / fnana.2011.00041. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  43. Lobo MK, Karsten SL, Gray M, Geschwind DH, Yang XW. Profilowanie macierzy FACS podtypów neuronów w projekcjach prążkowia u młodych i dorosłych mózgów myszy. Nat Neurosci. 2006; 9: 443 – 452. doi: 10.1038 / nn1654. [PubMed] [Cross Ref]
  44. MacAskill AF, Little JP, Cassel JM, Carter AG. Łączność subkomórkowa leży u podstaw sygnalizacji specyficznej dla szlaku w jądrze półleżącym. Nat Neurosci. 2012; 15: 1624 – 1626. doi: 10.1038 / nn.3254. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  45. Maze I, Covington HE, 3rd, Dietz DM, LaPlant Q, Renthal W, Russo SJ, Mechanik M, Mouzon E, Neve RL, Haggarty SJ, Ren Y, Sampath SC, Hurd YL, Greengard P, Tarakhovsky A, Schaefer A, Nestler EJ. Istotna rola metylotransferazy histonowej G9a w plastyczności indukowanej kokainą. Nauka. 2010; 327: 213 – 216. doi: 10.1126 / science.1179438. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  46. Mazei-Robison MS, Koo JW, Friedman AK, Lansink CS, Robison AJ, Vinish M, Krishnan V, Kim S, Siuta MA, Galli A, Niswender KD, Appasani R, Horvath MC, Neve RL, Worley PF, Snyder SH, Hurd YL, Cheer JF, Han MH, Russo SJ i in. Rola sygnalizacji mTOR i aktywności neuronalnej w adaptacjach indukowanych morfiną w neuronach dopaminowych brzusznej okolicy nakrywkowej. Neuron. 2011; 72: 977 – 990. doi: 10.1016 / j.neuron.2011.10.012. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  47. McClung CA, Nestler EJ. Regulacja ekspresji genów i nagrody kokainowej przez CREB i ΔFosB. Nat Neurosci. 2003; 6: 1208 – 1215. doi: 10.1038 / nn1143. [PubMed] [Cross Ref]
  48. McDaid J, Graham MP, Napier TC. Uczulenie indukowane metamfetaminą różnicuje w różny sposób pCREB i ΔFosB w obwodzie limbicznym mózgu ssaków. Mol Pharmacol. 2006; 70: 2064 – 2074. doi: 10.1124 / mol.106.023051. [PubMed] [Cross Ref]
  49. Moratalla R, Vallejo M, Elibol B, Graybiel AM. Receptory dopaminy klasy D1 wpływają na indukowaną kokainą uporczywą ekspresję białek związanych z fosforem w prążkowiu. Neuroreport. 1996; 8: 1 – 5. doi: 10.1097 / 00001756-199612200-00001. [PubMed] [Cross Ref]
  50. Muller DL, Unterwald EM. D1 receptory dopaminy modulują indukcję δFosB w prążkowiu szczura po przerywanym podawaniu morfiny. J Pharmacol Exp Ther. 2005; 314: 148 – 154. doi: 10.1124 / jpet.105.083410. [PubMed] [Cross Ref]
  51. Narayan S, Kass KE, Thomas EA. Przewlekłe leczenie haloperidolem powoduje zmniejszenie ekspresji genów związanych z mieliną / oligodendrocytami w mózgu myszy. J Neurosci Res. 2007; 85: 757 – 765. doi: 10.1002 / jnr.21161. [PubMed] [Cross Ref]
  52. Navarro M, Carrera MR, Fratta W, Valverde O, Cossu G, Fattore L, Chowen JA, Gomez R, del Arco I, Villanua MA, Maldonado R, Koob GF, Rodriguez de Fonseca F. Funkcjonalna interakcja między receptorami opioidowymi i kanabinoidowymi w samopodawanie leku. J Neurosci. 2001; 21: 5344 – 5350. [PubMed]
  53. Nelson AB, Hang GB, Grueter BA, Pascoli V, Luscher C, Malenka RC, Kreitzer AC. Porównanie zachowań zależnych od prążkowia u myszy transgenicznych Drd1a i Drd2 BAC typu dzikiego i hemizygotycznych. J Neurosci. 2012; 32: 9119 – 9123. doi: 10.1523 / JNEUROSCI.0224-12.2012. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  54. Nicola SM. Jądro półleżące jako część obwodu wyboru zwojów podstawy mózgu. Psychofarmakologia. 2007; 191: 521 – 550. doi: 10.1007 / s00213-006-0510-4. [PubMed] [Cross Ref]
  55. Olausson P, Jentsch JD, Tronson N, Neve RL, Nestler EJ, Taylor JR. ΔFosB w jądrze półleżącym reguluje wzmacniane żywnością zachowanie instrumentalne i motywację. J Neurosci. 2006; 26: 9196 – 9204. doi: 10.1523 / JNEUROSCI.1124-06.2006. [PubMed] [Cross Ref]
  56. Perrotti LI, Hadeishi Y, Ulery PG, Barrot M, Monteggia L, Duman RS, Nestler EJ. Indukcja δFosB w związanej z nagrodami strukturze mózgu po przewlekłym stresie. J Neurosci. 2004; 24: 10594 – 10602. doi: 10.1523 / JNEUROSCI.2542-04.2004. [PubMed] [Cross Ref]
  57. Perrotti LI, Weaver RR, Robison B, Renthal W, Maze I, Yazdani S, Elmore RG, Knapp DJ, Selley DE, Martin BR, Sim-Selley L, Bachtell RK, Self DW, Nestler EJ. Wyraźne wzory indukcji DeltaFosB w mózgu przez narkotyki. Synapsa. 2008; 62: 358 – 369. doi: 10.1002 / syn.20500. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  58. Renthal W, Carle TL, Maze I, Covington HE, 3rd, Truong HT, Alibhai I, Kumar A, Montgomery RL, Olson EN, Nestler EJ. ΔFosB pośredniczy w odczulaniu epigenetycznym genu c-fos po przewlekłej ekspozycji na amfetaminę. J Neurosci. 2008; 28: 7344 – 7349. doi: 10.1523 / JNEUROSCI.1043-08.2008. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  59. Renthal W, Kumar A, Xiao G, Wilkinson M, Covington HE, 3rd, Maze I, Sikder D, Robison AJ, LaPlant Q, Dietz DM, Russo SJ, Vialou V, Chakravarty S, Kodadek TJ, Stack A, Kabbaj M, Nestler EJ. Szeroka analiza genomu regulacji chromatyny przez kokainę ujawnia nową rolę sirtuin. Neuron. 2009; 62: 335 – 348. doi: 10.1016 / j.neuron.2009.03.026. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  60. Robison AJ, Nestler EJ. Transkrypcyjne i epigenetyczne mechanizmy uzależnienia. Nat Rev Neurosci. 2011; 12: 623 – 637. doi: 10.1038 / nrn3111. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  61. Robison AJ, Vialou V, Mazei-Robison M, Feng J, Kourrich S, Collins M, Wee S, Koob G, Turecki G, Neve R, Thomas M, Nestler EJ. Zachowawcze i strukturalne odpowiedzi na przewlekłą kokainę wymagają pętli sprzężenia zwrotnego obejmującej ΔFosB i zależną od wapnia / kalmoduliny kinazę białkową II w jądrze półleżącym. J Neurosci. 2013; 33: 4295 – 4307. doi: 10.1523 / JNEUROSCI.5192-12.2013. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  62. Smith RJ, Lobo MK, Spencer S, Kalivas PW. Indukowane kokainą adaptacje w neuronach projekcji D1 i D2 accumbens (dychotomia niekoniecznie synonimiczna z bezpośrednimi i pośrednimi szlakami) Curr Opin Neurobiol. 2013; 23: 546 – 552. doi: 10.1016 / j.conb.2013.01.026. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  63. Solinas M, Thiriet N, El Rawas R, Lardeux V, Jaber M. Wzbogacenie środowiska we wczesnych etapach życia zmniejsza behawioralne, neurochemiczne i molekularne działanie kokainy. Neuropsychofarmakologia. 2009; 34: 1102 – 1111. doi: 10.1038 / npp.2008.51. [PubMed] [Cross Ref]
  64. Sparta DR, Stamatakis AM, Phillips JL, Hovelsø N, van Zessen R, Stuber GD. Budowa wszczepialnych włókien optycznych do długotrwałej manipulacji optogenicznej w obwodach nerwowych. Nat Protoc. 2012; 7: 12 – 23. doi: 10.1038 / nprot.2011.413. [PubMed] [Cross Ref]
  65. Stamatakis AM, Stuber GD. Aktywacja bocznych wejść habenula do brzusznego śródmózgowia sprzyja unikaniu zachowań. Nat Neurosci. 2012; 24: 1105 – 1107. doi: 10.1038 / nn.3145. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  66. Stuber GD, Britt JP, Bonci A. Optogenetyczna modulacja obwodów nerwowych leżących u podstaw poszukiwania nagrody. Biol Psychiatry. 2012; 71: 1061 – 1067. doi: 10.1016 / j.biopsych.2011.11.010. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  67. Tan KR, Yvon C, Turiault M, Mirzabekov JJ, Doehner J, Labouèbe G, Deisseroth K, Tye KM, Lüscher C. GABA neurony układu VTA warunkowały awersję do miejsca. Neuron. 2012; 73: 1173 – 1183. doi: 10.1016 / j.neuron.2012.02.015. [PubMed] [Cross Ref]
  68. Teegarden SL, Bale TL. Zmniejszenie preferencji żywieniowych powoduje zwiększenie emocjonalności i ryzyka nawrotu diety. Biol Psychiatry. 2007; 61: 1021 – 1029. doi: 10.1016 / j.biopsych.2006.09.032. [PubMed] [Cross Ref]
  69. Tsai HC, Zhang F, Adamantidis A, Stuber GD, Bonci A, de Lecea L, Deisseroth K. Wypalanie fazowe w neuronach dopaminergicznych jest wystarczające do warunkowania behawioralnego. Nauka. 2009; 324: 1080 – 1084. doi: 10.1126 / science.1168878. [PubMed] [Cross Ref]
  70. Tye KM, Mirzabekov JJ, Warden MR, Ferenczi EA, Tsai HC, Finkelstein J, Kim SY, Adhikari A, Thompson KR, Andalman AS, Gunaydin LA, Witten IB, Deisseroth K. Neurony dopaminowe modulują kodowanie nerwowe i ekspresję depresji zachowanie. Natura. 2013; 493: 537 – 541. doi: 10.1038 / nature11740. [PubMed] [Cross Ref]
  71. van Zessen R, Phillips JL, Budygin EA, Stuber GD. Aktywacja neuronów VTA GABA zakłóca zużycie nagrody. Neuron. 2012; 73: 1184 – 1194. doi: 10.1016 / j.neuron.2012.02.016. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  72. Vialou V, Robison AJ, Laplant QC, Covington HE, 3rd, Dietz DM, Ohnishi YN, Mouzon E, Rush AJ, 3rd, Watts EL, Wallace DL, Iñiguez SD, Ohnishi YH, Steiner MA, Warren BL, Krishnan V, Bolaños CA, Neve RL, Ghose S, Berton O, Tamminga CA, i in. ΔFosB w obwodach nagrody mózgowej pośredniczy w odporności na stres i odpowiedzi przeciwdepresyjne. Nat Neurosci. 2010; 13: 745 – 752. doi: 10.1038 / nn.2551. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  73. Vialou V, Cui H, Perello M, Mahgoub M, Yu HG, Rush AJ, Pranav H, Jung S, Yangisawa M, Zigman JM, Elmquist JK, Nestler EJ, Lutter M. Rola ΔFosB w zmianach metabolicznych wywołanych ograniczeniami kalorycznymi . Biol Psychiatry. 2011; 70: 204 – 207. doi: 10.1016 / j.biopsych.2010.11.027. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  74. Wallace DL, Vialou V, Rios L, Carle-Florence TL, Chakravarty S, Kumar A, Graham DL, Green TA, Kirk A, Iñiguez SD, Perrotti LI, Barrot M, DiLeone RJ, Nestler EJ, Bolaños-Guzmán CA. Wpływ DeltaFosB w jądrze zalega na zachowania związane z nagrodami naturalnymi. J Neurosci. 2008; 28: 10272 – 10277. doi: 10.1523 / JNEUROSCI.1531-08.2008. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  75. Warden MR, Selimbeyoglu A, Mirzabekov JJ, Lo M, Thompson KR, Kim SY, Adhikari A, Tye KM, Frank LM, Deisseroth K. Projekcja neuronalna kory mózgowej i pnia mózgu, która kontroluje reakcję na wyzwanie behawioralne. Natura. 2012; 492: 428 – 432. doi: 10.1038 / nature11617. [PubMed] [Cross Ref]
  76. Watabe-Uchida M, Zhu L, Ogawa SK, Vamanrao A, Uchida N. Mapowanie całego mózgu bezpośrednich wejść do neuronów dopaminowych śródmózgowia. Neuron. 2012; 74: 858 – 873. doi: 10.1016 / j.neuron.2012.03.017. [PubMed] [Cross Ref]
  77. Werme M, Messer C, Olson L, Gilden L, Thorén P, Nestler EJ, Brené S. ΔFosB regulują pracę kół. J Neurosci. 2002; 22: 8133 – 8138. [PubMed]
  78. Winstanley CA, LaPlant Q, Theobald DE, Green TA, Bachtell RK, Perrotti LI, DiLeone RJ, Russo SJ, Garth WJ, Self DW, Nestler EJ. Indukcja ΔFosB w korze oczodołowo-czołowej pośredniczy w zaburzeniach funkcji poznawczych wywołanych kokainą. J Neurosci. 2007; 27: 10497 – 10507. doi: 10.1523 / JNEUROSCI.2566-07.2007. [PubMed] [Cross Ref]
  79. Witten IB, Steinberg EE, Lee SY, Davidson TJ, Zalocusky KA, Brodsky M, Yizhar O, Cho SL, Gong S, Ramakrishnan C, Stuber GD, Tye KM, Janak PH, Deisseroth K. Recombinase-driver rat lines: narzędzia, techniki i zastosowanie optogenetyczne do wzmocnienia za pośrednictwem dopaminy. Neuron. 2011; 72: 721 – 733. doi: 10.1016 / j.neuron.2011.10.028. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  80. Yizhar O, Fenno LE, Davidson TJ, Mogri M, Deisseroth K. Optogenetics w systemach neuronowych. Neuron. 2011; 71: 9 – 34. doi: 10.1016 / j.neuron.2011.06.004. [PubMed] [Cross Ref]
  81. Yoneyama N, Crabbe JC, Ford MM, Murillo A, Finn DA. Dobrowolne spożycie etanolu u wsobnych szczepów myszy 22. Alkohol. 2008; 42: 149 – 160. doi: 10.1016 / j.alcohol.2007.12.006. [Artykuł bezpłatny PMC] [PubMed] [Cross Ref]
  82. Zachariou V, Bolanos CA, Selley DE, Theobald D, Cassidy MP, Kelz MB, Shaw-Lutchman T, Berton O, Sim-Selley LJ, Dileone RJ, Kumar A, Nestler EJ. Istotna rola DeltaFosB w jądrze półleżącym w działaniu morfiny. Nat Neurosci. 2006; 9: 205 – 211. doi: 10.1038 / nn1636. [PubMed] [Cross Ref]