A ingestão de sacarose induz o rápido tráfico de receptores AMPA (2013)

Os mecanismos pelos quais recompensas naturais, como o açúcar, afetam a transmissão e o comportamento sináptico, são amplamente inexplorados. Aqui, investigamos a regulação das sinapses do núcleo accumbens pelo consumo de sacarose. Estudos anteriores mostraram que o tráfico de receptores AMPA é um mecanismo importante para regular a força sináptica, e que in vitro, o tráfego de receptores AMPA contendo a subunidade GluA1 ocorre por um mecanismo de duas etapas envolvendo o transporte extra sináptico e, em seguida, o receptor sináptico. Relatamos que em ratos, a ingestão diária repetida de uma solução de 25% de sacarose elevou temporariamente a locomoção espontânea e potencializou as sinapses do núcleo accumbens através da incorporação de Ca²⁺-receptores AMPA permeáveis ​​(CPARs), que são receptores AMPA sem GluA1 contendo GluA2. Estudos eletrofisiológicos, bioquímicos e de microscopia eletrônica quantitativa revelaram que o treinamento de sacarose (7 dias) induziu uma população GluA24 intraspinosa estável (> 1 horas) e que, nesses ratos, um único estímulo de sacarose rapidamente (5 min), mas transitoriamente (<24 horas) elevado GluA1 em locais extra-sinápticos. CPARs e receptores D1 de dopamina eram necessários in vivo para locomoção elevada após a ingestão de sacarose. Significativamente, um protocolo 7 de ingestão diária de uma solução 3% de sacarina, um adoçante não calórico, induziu o GluA1 sináptico similarmente à ingestão de 25% de sacarose. TEstas descobertas identificam o tráfego de várias etapas do GluA1, descrito anteriormente in vitro, como mecanismo de regulação aguda da transmissão sináptica in vivo por uma recompensa orosensorial natural. O tráfico é estimulado por uma via quimiossensorial que não depende do valor calórico da sacarose.

Sujeitos e procedimentos cirúrgicos

Os sujeitos eram ratos Sprague-Dawley machos (Taconic; experiências comportamentais) pesando 150-300 gramas à chegada e fêmeas de ratos Sprague-Dawley E18 (Taconic; experiências de cultura celular). Os ratos foram alojados 2 por gaiola para experiências comportamentais num ciclo de luz-escuridão 12h / 12h (luzes apagadas no 18: 00) e tinham acesso a comida e água ad libitum em todos os momentos. Todos os procedimentos experimentais foram aprovados pelo Comitê de Uso e Cuidados Institucionais de Animais da Faculdade de Medicina da Universidade de Nova York e foram realizados de acordo com os “Princípios de Cuidados com Animais de Laboratório” (NIH publicação número 85-23).

Treinamento de sacarose e medições locomotoras

Os ratos foram transportados para a sala de teste 3 dias consecutivos para 2 h / dia em suas gaiolas em casa. No quarto dia foram introduzidas garrafas contendo água ou 25% de sacarose através da tampa da gaiola 5 min. As garrafas foram então pesadas. Para todas as experi�cias, os ratos foram obrigados a beber pelo menos 1g de sacarose durante o acesso ao 5 min dentro de 3 dias de in�io do treino para serem inclu�os no estudo; na verdade, todos os ratos preenchiam esse critério. Após a remoção da garrafa, os ratos permaneceram na sala de teste por 30 min antes do transporte de volta para a instalação de animais. No dia do sacrifício, os ratos foram deixados inconscientes pelo CO₂, decapitado por guilhotina, e amostras de tecido foram coletadas em gelo. Para expericias locomotoras, os ratos foram colocados em caras de medio locomotoras (Accuscan, Columbus, OH) para um total de 35-min. Após 15-min na câmara, uma garrafa com uma rolha de grânulo foi introduzida através do topo da câmara e estabilizada. A garrafa foi removida do topo da câmara após 5-min, e os ratos permaneceram na câmara por mais 15-min após a remoção da garrafa. Este procedimento foi repetido de forma idêntica para 7 dias consecutivos. A distância percorrida foi medida usando o Sistema VersaMax (Accuscan, Columbus, OH), que monitorou a atividade dos animais através de uma grade de feixes de luz 16 × 16 que cruzam a gaiola dos animais (42 × 42 × 30 cm) da frente para trás e da esquerda para a direita . Informações sobre o status do feixe, varridas a uma taxa de 100 vezes por segundo, foram armazenadas no disco. A actividade foi expressa como distância ambulatória medida em cm durante as diferentes bandas 12-min 3 numa sessão min 35 (a caixa final era 2-min).

Treinamento de sacarina

Para comparar o tráfego de GluA1 induzido pela sacarose com os efeitos da ingestão de sacarina, os ratos machos adultos 12 (250 g) foram alojados na instalação para animais num ciclo de luz / escuridão 12 horas. Todos os ratos foram então habituados à sala de teste, sendo transportados para a sala de teste, deixados por 2 horas e transportados de volta para a instalação de animais. No dia 4 (após 3 dias de habituação), os ratos receberam frascos de acesso contendo água, sacarose ou sacarina. Aos ratos 4 foi dado acesso a uma garrafa contendo água repousada no topo da gaiola com a bica saliente na gaiola através da tampa. O tempo de acesso foi de 5 minutos, depois a garrafa foi removida e após 15 min minutos adicionais os ratos foram transportados de volta para a instalação de animais. Os ratos 4 receberam acesso a 25% de solução de sacarose e os ratos 4 receberam acesso a 3% de solução de sacarina (Sweet'n Low). O volume de fluido consumido foi medido. Este procedimento foi repetido por 7 dias. No 7 dia de beber, imediatamente ap a remoo do frasco, os ratos foram sacrificados e o nleo accumbens foi colhido e os neis de GluA1 foram sondados por Western blot.

eletrofisiologia

Os ratos foram sacarose treinados como descrito acima em gaiolas plásticas claras e, após a remoção do frasco no dia 7, foram anestesiados com cetamina (100 mg / kg ip) e xilazina (10 mg / kg ip) e transcardialmente perfundidos com soro fisiológico frio (experimentos mEPSC) ou decapitado imediatamente (experimentos de retificação). Os cérebros foram rapidamente removidos para líquido cefalorraquidiano artificial (ACSF) consistindo no seguinte (em mM): para experiências mEPSC: NaCl (118), KCl (2.5), CaCl₂ (3), MgCl₂ (1), NaHCO₃ (26), NaH₂PO₄ (1), D-glucose (10), osmolaridade ajustada para 325 mOsm e aerada por 95% O₂/ 5% CO₂ (pH 7.4); para experiências de rectificação: 75 sacarose, 87 NaCl, 2.5 KCl, 1.25 NaH₂PO₄, 0.5 CaCl₂, 7 MgCl2 6 H₂O, 25 NaHCO₃, 10 dextrose, borbulhado com 95% O₂ / 5% CO₂ (pH 7.4). Cortes coronais (300μm de espessura) contendo o nucleus accumbens foram cortados em ACSF gelado usando um vibrótomo (Leica, VT1200S) e mantidos submersos em ACSF (ACSF, em mM: 124 NaCl, 2.5 KCl, 1.25 NaH₂PO₄, 2.5 CaCl₂, 1.5 MgSO₄ 7H2O, 26 NaHCO₃e 10 dextrose) por <30 min; em seguida, mantido em uma pré-incubadora de fatias em temperatura ambiente por pelo menos 1 hora para permitir a recuperação. Para experimentos de mEPSC: uma única fatia foi então transferida para uma câmara de registro na qual foi mantida submersa por uma rede de náilon a 32 ° C com um aquecedor de solução em linha TC324B e controlador (Warner Instruments, CT). A câmara foi continuamente perfundida por ACSF a uma taxa constante de 2 ml / min. Neurônios espinhosos médios da região central do núcleo accumbens foram identificados sob orientação visual usando microscopia de vídeo de contraste de infravermelho diferencial (Hamamatsu C5405) com um microscópio vertical Olympus BX50WI equipado com objetiva de imersão em água de longa distância de 40x. Patch eletrodos (4–6 MΩ) preenchidos com uma solução de pipeta intracelular consistindo em (em mM): CsCl (145), HEPES (10), EGTA (0.5) e MgATP (5). A osmolaridade foi ajustada para 290 mOsm com sacarose e o pH foi ajustado para 7.4 com CsOH. Correntes pós-sinápticas excitatórias em miniatura (mEPSCs) foram registradas na presença de bicuculina (10μM) e tetrodotoxina (1μM) usando amplificador Axopatch 200B (Molecular Devices, CA) e digitalizadas por Digidata 1322A (Molecular Devices, CA). Para experimentos de retificação: as fatias foram transferidas para a câmara de registro e perfundidas (2.0-2.5 ml min.^-1) com ACSF oxigenado a 33-35 ° C contendo 50 μm picrotoxina para isolar os EPSCs. As gravações somáticas de células inteiras foram feitas a partir de neurónios espinhosos médios da região central em voltagem-pinça com um amplificador Multiclamp 700B (Molecular Devices) utilizando microscopia de video IR-DIC. As pipetas de adesivo (4 – 6 MΩ) foram preenchidas com solução intracelular (em mM: 125 Cs-gluconato, 2 CsCl, 5 TEA-Cl, 4 Mg-ATP, 0.3 GTP, 10 fosfocreatina, 10 HEPES, 0.5 EGTA e XUMUM QX -3.5). Os dados foram filtrados a 314 kHz, digitalizados a 2 kHz e analisados ​​com Clampfit 10 (Molecular Devices). A estimulação extracelular (10 – 0.01 ms, 1 – 5 μA, 150 Hz) foi aplicada com um pequeno eletrodo bipolar de vidro 0.2 – 0.05 mm do eletrodo de registro. Após ~ 0.5 min de gravação da linha de base, uma solução contendo Naspm (10 μM) foi perfundida no banho por 200 min. As alterações na amplitude do EPSC foram medidas antes e após a aplicação do fármaco nos potenciais de retenção de −10, −70, −50, 30, + 0, + 20 e + 40 mV. O índice de retificação (i_r) foi calculado corrigindo quaisquer potenciais desvios no potencial de reversão e calculado a partir da seguinte equação: i_r = (I_-70 / 70) / (I₊₄₀ / 40), onde I_-70 e I₊₄₀ são as amplitudes de EPSC registradas em −70 mV e + 40 mV, respectivamente.

Fracionamento subcelular e Western blotting

Accumbens foram recolhidos em gelo como descrito acima. Quando o núcleo e o invólucro foram separadamente dissecados, a separação foi confirmada pela sondagem das frações de sinaptossomas para a β-hidroxilase da dopamina, uma enzima encontrada nos terminais dos axônios do invólucro, mas não do núcleo (Sesack e Grace, 2010). As frações de células inteiras, sinaptossoma e PSD foram preparadas como descrito anteriormente (Jordan et al., 2004). Os sedimentos sinaptossómicos foram ressuspensos em 200 μl 25 mM Tris com 1% Triton X-100, agitados a 4 ° C para 30-min e centrifugados a 13,800 × g para 15-min numa microcentrífuga para sedimentar os PSDs. O sedimento contendo PSD em bruto foi ressuspenso em 25 mM Tris com 2% SDS. As fracções foram analisadas por transferência de Western em géis de SDS-PAGE como descrito anteriormente (Jordan et al., 2004). Foram utilizados os seguintes anticorpos: β-hidroxilase da dopamina (1: 1,000, Abcam), GluA1 (1: 1,000, Millipore), fósforo -845 GluA1 (1: 1,000, Millipore), GluA2 (1: 1,000, Millipore) e tubulina (1: 10,000, Sigma).

Microscópio eletrônico

No dia da colheita do tecido (dia 7 de treino de sacarose), os ratos dos grupos de teste 3 (água, sacarose / água, sacarose; ratos 3 / grupo teste) foram colocados em câmaras de medição locomotora para 15-min; em 15-min, uma garrafa foi introduzida através do topo da câmara. Ratos do grupo Água receberam água, ratos do grupo da ucrose receberam 25% de sacarose, ratos do grupo Sacarose / Água, que consumiram 25% de sacarose por 6 dias, receberam água. Os ratos foram profundamente anestesiados com Nembutal (50 mg / kg ip) e transcardiados com tampão de fosfato 0.1 M (pH 7.4) contendo 4% paraformaldeído e 0.1% glutaraldeído a uma taxa de 50 ml / min durante o primeiro 3-min. uma taxa de 20 ml / min para o 7-min seguinte. O tecido foi preparado para marcação com o imunogol (PEG) e as imagens foram capturadas como descrito anteriormente (Nedelescu et al., 2010). Os marcadores imunológicos foram categorizados de acordo com sua posição relativa ao PSD nas junções sinápticas assimétricas como “fissura”, “próximo ao PSD” (dentro da largura do XDUMX PSD do PSD), “na PSD”, “intraespinosa” ou “membrana extra-sináptica”. Cada animal, sinapses 1 foram amostras do núcleo do accumbens. A amostragem aleatória foi assegurada pela análise de todas as primeiras sinapses 93 encontradas aleatoriamente à medida que sweeped sistematicamente através da grade, em seguida, reunindo o mesmo número de sinapses de cada um dos três animais que receberam tratamentos ante ante mortem idênticos. Dois tipos de quantificação foram realizados. Um deles foi avaliar o nível de imunorreactividade de GluR93, registando o número de partículas de PEG que ocorreram em domínios funcionais discretos da coluna. O outro foi avaliar a proporção de sinapses marcadas no PSD por qualquer número de partículas de PEG. Mesmo as sinapses marcadas apenas pela partícula 1 PEG foram consideradas rotuladas, com base em trabalhos anteriores que demonstram a especificidade do procedimento GluR1-PEG (Nedelescu et al., 2010). Os efeitos do tratamento na proporção e nível de imunomarcação de GluR1 foram analisados ​​por ANOVA unidirecional com comparações post hoc planejadas (LSD de Fisher). Para eliminar o viés experimental, os dados foram triplo-cegos: um experimentador realizou treinamento de sacarose e manteve registros dos animais nos três grupos de teste, um segundo experimentador criou as micrografias eletrônicas e atribuiu um novo código alfanumérico a cada micrografia e manteve o código lacrado e três experimentadores adicionais escanearam as micrografias e quantificaram as partículas de PEG. Após a quantificação do PEG estar completa, os pesquisadores se reuniram para revelar as identidades de cada micrografia.

Implante de cânula e injeções intracranianas

A injeção intracraniana foi empregada para fornecer Naspm e APV ao núcleo accumbens. Para implante de cânula, conforme descrito anteriormente (Carr et al., 2010), os ratos foram profundamente anestesiados com cetamina (100 mg / kg ip) e xilazina (10 mg / kg ip) e injectados no pós-operatório com a benamina analgésica (1 mg / kg subcutânea). Os ratos foram implantados estereotaxicamente com duas cânulas-guia de calibre 26 (PlasticsOne, Roanoke, VA) bilateralmente no núcleo accumbens com coordenadas: 1.6 mm anterior ao bregma; 2.9 mm lateral à sutura sagital, pontas anguladas 8 ° em direção à linha média, 5.6 mm ventral à superfície do crânio. As culas foram mantidas no lugar por acrico dentio e a permeabilidade foi mantida com um estilete de oclus. Para injeções intracranianas, as soluções Naspm e APV foram carregadas em dois tubos 30 de tubo PE-50 presos em uma extremidade a seringas 25-μl Hamilton preenchidas com água destilada e na outra extremidade à cânula injetora de calibre 31, que estendeu 2.0 mm além dos guias implantados. As seringas foram montadas nos suportes gêmeos de uma bomba de seringa de microlitros Harvard 2272 que forneceu os volumes de injeção 0.5 μl durante um período de 100 sec. Um minuto após a conclusão das injeções, as cânulas dos injetores foram removidas das guias, os estiletes foram substituídos e os animais foram colocados em câmaras de testes locomotores para treinamento de sacarose. Após o sacrifício de animais, seções cerebrais criogênicas foram analisadas para localização da cânula; 2 de animais 15 foram excluídos do estudo devido à colocação inadequada da cânula.

Análise estatística

ANOVA one-way seguido por testes post hoc de Fisher foi usado para experimentos de microscopia eletrônica, imunocitoquímica e biotinilação. Testes t Student bicaudais foram utilizados para eletrofisiologia. Para expericias de hiperactividade de sacarose, utilizou-se a ANOVA de duas vias, seguida de testes post hoc de Fisher.

Caracterização de um paradigma de ingestão de sacarose

Empregamos um paradigma de ingestão de sacarose para investigar os efeitos de uma recompensa orosensorial natural na transmissão sináptica (Figura 1A). Ratos machos adultos foram transportados para uma sala de testes em três dias consecutivos. No quarto dia (primeiro dia de treinamento), os ratos foram colocados em uma câmara de medida locomotora. Após 15 minutos de medição da actividade locomotora na câmara, garrafas contendo água (para animais de água) ou 25% de solução de sacarose (para animais de sacarose) foram introduzidas nas câmaras de medição através de orifícios na tampa da câmara. As garrafas foram removidas após 5 minutos e a actividade locomotora foi medida durante mais 15 minutos antes dos animais serem devolvidos às gaiolas domésticas. Repetimos este procedimento por 7 dias consecutivos. Em alguns experimentos, o treinamento de sacarose foi estendido a um 8^th dia. Esse acesso breve e não contingente a uma solução altamente palatável nos permitiu investigar os efeitos agudos e cumulativos da ingestão de sacarose, uma vez que os animais ingeriram de maneira confiável a sacarose vigorosamente durante a janela de acesso dentro de três dias de treinamento (Figura 1B). Estas condições experimentais permitiram a comparação dos grupos de teste imediatamente após a cessação da ingestão. Nosso critério para inclusão no estudo foi que os ratos começassem a consumir pelo menos um grama de sacarose durante o período de acesso dentro de três dias do início do treinamento; Nenhum animal foi excluído do estudo com base neste critério.

  

Figura 1

A ingestão repetida de sacarose causa elevações transitórias da locomoção espontânea.

Observamos que dentro de três dias de treinamento, os animais da sacarose consumiam significativamente mais sacarose do que os animais da água (Figura 1B). Além disso, embora não tenham sido observadas diferenças significativas na locomoção espontânea nos dias de treinamento 1-6 (dados não mostrados), observamos uma elevação significativa da distância total percorrida em animais de sacarose em comparação com animais aquáticos nos três minutos após a retirada da garrafa no dia 7 (Figura 1D), e essa diferença também estava presente no dia 8 (Figura 1E). Não foram observadas diferenças na distância total percorrida entre os animais de água e sacarose nos três minutos anteriores à introdução da garrafa em qualquer um dos dias de teste (Figura 1C), sugerindo que a locomoção elevada foi uma resposta aguda à ingestão de sacarose específica para o rato treinado com sacarose, ao invés de uma resposta condicionada à câmara locomotora. De acordo com essa possibilidade, houve uma correlação positiva significativa entre a quantidade de sacarose consumida e a distância total percorrida (Figura 1F). Não houve diferença nos pesos dos animais entre os grupos Sacarose e Água antes ou após os dias 7 de treinamento (dados não mostrados).

A ingestão de sacarose induz a incorporação de CPAR

O treinamento com sacarose levou a uma elevação transitória da locomoção no último dia de treinamento. Para determinar se esta conseqüência da ingestão de sacarose foi acompanhada por alterações eletrofisiológicas no nucleus accumbens, uma região que regula o comportamento de recompensa, nós preparamos fatias de nucleus accumbens imediatamente após a retirada da garrafa no dia 7 e registrados a partir de neurônios do núcleo accumbens (Figura 2A). A sub-região central foi implicada em respostas locomotoras a estímulos recompensadores (Sesack e Grace, 2010). Descobrimos que tanto a amplitude quanto a freqüência de correntes pós-sinápticas excitatórias em miniatura espontâneas (mEPSCs) foram significativamente maiores no núcleo accumbens de animais de sacarose em comparação com animais aquáticos (Figura 2B). Isso demonstrou que o consumo repetido de sacarose poderia regular positivamente a transmissão sináptica no núcleo nucleus accumbens. Para determinar se a incorporação de CPAR desempenhou um papel na potenciação após a sacarose, determinamos índices de retificação para os neurônios do núcleo accumbens medindo os EPSCs em diferentes potenciais de membrana (Figuras 2C, 2D e 2E). CPARs são internamente retificando em potenciais despolarizados por causa do bloqueio endógeno de poliamina. Observamos retificação significativa em registros de neurônios de animais de sacarose, como indicado pela não linearidade na relação I / V, em comparação com os animais aquáticos (Figura 2E), além de um aumento significativo no índice de retificação (Figura 2F).

  

Figura 2

As sinapses do núcleo de Accumbens são potencializadas após a ingestão repetida de sacarose.

Para confirmar a elevação dos níveis de CPAR por outro método, registramos a partir dos neurônios do núcleo accumbens após a inclusão do bloqueador CPAR específico, 1-Naftilacetil espermina (Naspm) no banho. Descobrimos que Naspm diminuiu significativamente a amplitude do EPSC em gravações de neurônios de sacarose, mas não de animais aquáticos (Figuras 3A – C). Além disso, após o tratamento com Naspm, a relação I / V em neurônios de sacarose tornou-se linear, refletindo a inibição de CPARs em sinapses de sacarose, enquanto nenhum efeito significativo na relação I / V foi observado após tratamento com Naspm em neurônios de animais aquáticos.Figuras 3D). Estes resultados demonstram que a ingestão repetida de sacarose induz a incorporação de CPARs nas sinapses do núcleo accumbens.

  

Figura 3

A ingestão de sacarose causa a incorporação de receptores AMPA permeáveis ​​ao Ca2 +.

A ingestão de sacarose induz o tráfico de GluA1

Os CPARs são receptores de AMPA que não possuem a subunidade do receptor GluA2 AMPA. Assim, a incorporação sináptica de CPARs geralmente envolve o tráfego dependente de atividade sináptica da subunidade GluA1 (Ele et al., 2009; Isaac et al., 2007; Liu e Zukin, 2007; Plant et al., 2006). Para confirmar a incorporação sináptica CPAR após o treinamento de sacarose, investigamos se a ingestão de sacarose aumentou a expressão sináptica de GluA1. Os ratos receberam acesso a sacarose como descrito acima por 7 dias consecutivos. Nos dias 1, 3, 5 e 7, foram isoladas as frações de célula inteira, sinaptossoma e densidade pós-sináptica (PSD) de três regiões cerebrais: núcleo accumbens (core), concha accumbens (casca) e córtex somatossensorial (córtex). Analisamos a célula inteira e as frações de PSD por Western blot para expressão de GluA1 e GluA2.

Não foram encontradas alterações no GluA1 ou no GluA2 em todas as frações celulares de lisados ​​accumbens nos dias de teste examinados, sugerindo que o consumo repetido de sacarose não regula os níveis globais dessas proteínas (Figuras 4A – C). Nas fracções de PSD accumbens, no entanto, o GluA1 aumentou significativamente no dia 7 no núcleo mas não no invólucro, enquanto que o GluA2 não se alterou significativamente em nenhuma das fracções (Figuras 4D – 4F e dados não mostrados). Não observamos aumento significativo de GluA1 nas frações de PSD do núcleo accumbens nos dias de teste anteriores (Figuras 4D – F) e GluA1 ou GluA2 não se alteraram nas fracções do PSD do córtex em qualquer um dos dias de teste (dados não mostrados). GluA1 aumentado, especialmente em relação a GluA2, em PSDs do núcleo accumbens após a ingestão repetida de sacarose está em consonância com a retificação aumentada observada nos neurônios centrais accumbens, como descrito acima.

  

Figura 4

Densidade pós-sináptica GluA1, mas não GluA2, é aumentada no núcleo nucleus accumbens após a ingestão de sacarose.

O tráfico de GluA1 dependente de atividade tem mostrado contribuir para a plasticidade sináptica in vitro e também in vivo (Lu e Roche, 2011). Um mecanismo rápido e de várias etapas para o tráfego do GluA1 foi demonstrado in vitro (Serulle et al., 2007; Sun et al., 2008; Sun et al., 2005). Até agora, no entanto, a contribuição deste mecanismo multi-passo para a acumulação sináptica GluA1 in vivo não foi testado. Para determinar se o treinamento de sacarose induz o trânsito de GluA1 agudamente pelo mecanismo de várias etapas, localizamos GluA1 em sinapses de nucleus accumbens de animais treinados em sacarose e água por meio de microscopia eletrônica quantitativa. O tecido do núcleo Accumbens foi colhido no sétimo dia de treino de sacarose a partir dos grupos de teste 3 de ratos. Estes foram ratos que: 1) consumiram água durante 7 dias (Água), 2) consumiram sacarose durante os dias 7 (Sacarose) e 3) consumiram sacarose durante 6 dias e água no dia 7 (Sacarose / Água). Ratos foram sacrificados no 7^th dia, 5 minutos após o consumo de sacarose ou água. Assim, a comparação de dois dos grupos teste, sacarose / água e sacarose, entre si e com animais aquáticos, revelou a escala de tempo das alterações pós-sinápticas induzidas pelo consumo de sacarose em ratos treinados com sacarose. Medimos o GluA1 marcado com imunogol (PEG) post-post no 5 em diferentes compartimentos pós-sinápticos: citosol da espinha dendrítica (intraspinoso), membrana plasmática extra-sináptica (membrana), PSD, próximo a PSD e fenda sináptica, sendo os três compartimentos finais agrupados como 'PSD '(Fig. 5A). Para eliminar o viés do experimentador, as identidades dos grupos de teste de micrografia eletrônica foram triplo-cego.

  

Figura 5

A microscopia eletrônica revela a indução do tráfego de várias etapas do GluA1 pela ingestão de sacarose.

Ambos os animais sacarose e sacarose / água exibiram GluA1 intraspinoso significativamente elevado em relação aos animais aquáticos (Fig. 5B e 5C). Isto sugere que o consumo crônico de sacarose aumenta um pool intracelular de receptores AMPA contendo GluA1 adjacentes aos sítios sinápticos, receptores que podem estar prontamente disponíveis para o tráfego sináptico e, mais importante, que este pool intracelular pode persistir por 24 horas após o consumo final de sacarose . Em seguida, exploramos a questão significativa de saber se um estímulo de sacarose agudo pode induzir o tráfego rápido de GluA1. Observamos que a membrana plasmática extra-sináptica GluA1 foi significativamente aumentada em animais de sacarose, em comparação com os dois animais Sacarose / Água e Água (Figuras 5B e 5D) Esta observação indica que uma recompensa orossensorial natural fornecida por um único estímulo de sacarose pode rapidamente (<5 min), mas transitoriamente (tempo de decaimento <24 h), elevar a população extra-sináptica de receptores AMPA contendo GluA1, criando um pool lábil a partir do qual os receptores pode trafegar para a sinapse.

Significativamente, in vitro estudos têm sugerido que a incorporação sináptica de receptores AMPA ocorre em etapas 2. No primeiro, a fosforilação de Ser 845 dependente de glutamato ou dopamina eleva os níveis de receptores nos locais extra-sinápticos da membrana plasmática (Esteban e outros, 2003; Serulle et al., 2007; Sun et al., 2008; Sun et al., 2005), enquanto no segundo, a fosforilação de Ser 818 promove a incorporação sináptica (Boehm et al., 2006). A comparação de microscopia eletrônica de animais da sacarose com sacarose / água e água demonstra que a primeira etapa do tráfico de GluA1 foi observada in vitro (Makino e Malinow, 2009), o tráfico rápido para a membrana extra-sináptica, também ocorre in vivo seguinte provisão de uma recompensa orosensorial.

De acordo com eletrofisiologia e resultados bioquímicos descritos acima, PEG EM demonstrou que a ingestão de sacarose também induziu a segunda etapa na entrada do receptor GluA1 GluA1 na sinapse, uma vez que o nível de imunorreatividade de GluA1 na PSD foi significativamente maior para Sacarose comparado a ratos Água, e houve uma tendência para o aumento de GluA1 em sacarose / água em comparação com ratos aquáticos (Figuras 5B e 5E). O aumento nos animais sacarose / água é consistente com a incorporação rápida de GluA1 que decai com uma meia-vida sináptica de ~ 24 hr, ou incorporação rápida de GluA1 e substituição pelo GluA1 / 2 sináptico ao longo de um período de tempo similar. A porcentagem de sinapses expressando GluA1 no PSD também foi significativamente maior em ratos Sacarose comparados com ratos Água (Figura 5F), sugerindo que GluA1 trafegava para sinapses que anteriormente não tinham GluA1. Isso também sugere que o aumento na amplitude de mEPSC observada em ratos sacarose resulta de um aumento na GluA1 sináptica, e que o aumento na frequência de mEPSC pode resultar do recrutamento de GluA1 para sinapses de accumbens anteriormente silenciosas, embora a potenciação da liberação de glutamato não possa ser descartada. Também medimos o número de sinapses em cada um dos três grupos de teste para determinar se a ingestão de sacarose induziu sinaptogênese; não houve diferenças entre os três grupos de teste (dados não mostrados). Concluímos que a ingestão repetida de sacarose eleva um pool intraspinoso estável (> 24 horas) de GluA1, e um único estímulo de sacarose para um rato treinado com sacarose (6 dias) é suficiente para rapidamente (5 min) elevar GluA1 na membrana plasmática extra-sináptica, potencialmente extraindo receptores da piscina intraspinosa. Sugerimos que uma parte desses receptores extra-sinápticos é incorporada de forma estável no PSD, levando ao índice de retificação observado e alterações PSD GluA1, antes que o pool extra-sináptico retorne à linha de base 24 horas após a estimulação. Esses resultados revelam que uma recompensa natural pode induzir de forma aguda o tráfico rápido de GluA1 em um animal treinado.

A atividade de CPAR é necessária para uma locomoção elevada após a ingestão de sacarose

Neurônios espinhosos médios recebem insumos dopaminérgicos e glutamatérgicos (Calabresi, et al., 1992). A fim de avaliar o envolvimento da sinalização do glutamato na locomoção espontânea elevada que observamos após a ingestão de sacarose em ratos treinados com sacarose, implantamos cânulas no núcleo accumbens de ratos e treinamos animais em câmaras de medida locomotora como descrito acima. No dia 8 de treinamento de sacarose, nós microinjetamos a Naspm no núcleo antes da colocação na câmara de teste locomotora. A injecção diminuiu a distância total percorrida pelos animais da sacarose e eliminou a diferença entre os animais da sacarose e da água vistos imediatamente após a remoção da garrafa (Figura 6A). Para verificar que o estresse causado pelo manuseio dos animais não havia afetado a resposta à sacarose, injetamos solução salina no núcleo no dia seguinte (dia 9 de treinamento de sacarose); novamente hiperatividade significativa foi observada nos animais Sacarose imediatamente após a remoção da garrafa (Figura 6B). Isto demonstra que a Naspm inibiu especificamente a elevação da locomoção induzida pela sacarose. A injecção do antagonista de NMDAR, APV, no núcleo nos dias seguintes também eliminou a diferença entre os animais Sacarose e Água (Figura 6C), demonstrando que os NMDARs também são necessários para a elevação da locomoção espontânea após a ingestão de sacarose. A fim de determinar se uma resposta condicionada à câmara de teste desempenhou um papel na indução de hiperatividade, os animais foram colocados na câmara por 35 min sem a introdução da garrafa; não foram observadas diferenças na distância percorrida entre os animais Sacarose e Água (Figura 6D). Naspm e APV não afetaram o consumo de sacarose (Figura 6E), demonstrando que os CPARs centrais e os NMDARs não são necessários para a ingestão vigorosa de sacarose. Animais nos quais não foram colocadas cânulas no núcleo accumbens (2 de animais 15), como avaliado após o sacrifício (Figura 6F), não foram incluídos no estudo. Em conclusão, estes dados juntos demonstram que o consumo de sacarose por um rato treinado em sacarose induz o tráfego sináptico de GluA1 em minutos 5, e que o bloqueio dos mecanismos de sinalização que controlam este tráfego evita a elevação da atividade locomotora espontânea após a sacarose.

  

Figura 6

A locomoção espontânea elevada após a ingestão de sacarose requer CPARs e NMDARs.

Duas vias para sinalização de sacarose podem ser consideradas. Uma, uma via estritamente quimiossensorial ou orosensorial, é iniciada pela ligação da sacarose ao receptor gustativo, que corresponde ao complexo receptor heteromérico acoplado à proteína G, T1R2 / T2R3 (Kitagawa et al., 2001; Max et al., 2001; Nelson et al., 2001; Sainz et al., 2001). Os nutrientes ricos em calorias também podem regular a função cerebral por vias metabólicas independentes do paladar, embora os mecanismos não sejam bem compreendidos (de Araujo et al., 2008). Para distinguir entre estas duas alternativas para o percurso do tráfego GluA1 induzido pela sacarose, repetimos o protocolo de treino com três grupos de ratos (ratos 4 / grupo) aos quais foi dado acesso por minutos 5 a garrafas contendo água, solução de sacarose 25% ou 3% sacarina (Doce e Baixa). As garrafas foram removidas e os ratos permaneceram por mais 15 minutos na gaiola de treinamento. O treinamento foi repetido por 7 dias. Os volumes de líquido consumidos pelos grupos teste de sacarose e sacarina não foram significativamente diferentes um do outro e ambos foram maiores do que o consumo pelo grupo de água, consistente com recompensa por ambas as substâncias doces (Figura 7A). No dia 7th de beber, imediatamente após a remoção do frasco, os ratos foram sacrificados, o tecido do núcleo accumbens foi colhido e agrupado para cada grupo de teste, a fração PSD isolada e os níveis de GluA1 sondados por Western blot (Figura 7B). Como antes, os animais que consumiram sacarose apresentaram GluA1 elevado na fração PSD em relação ao grupo de água (Figura 7C). Significativamente, GluA1 também foi elevado na fração PSD de animais que consumiram sacarina. Não houve diferença significativa nos níveis de GluA1 nas frações celulares inteiras do núcleo accumbens dos animais com água, sacarose e sacarina, sugerindo que o aumento de GluA1 foi específico para a fração sináptica (Figura 7D). Porque a sacarina estimula o mesmo complexo heteromérico do receptor gustativo acoplado à proteína G como a sacarose (Masuda et al., 2012; Nelson et al., 2001), mas carece de valor calórico, concluímos que a estimulação do receptor do sabor doce é suficiente para iniciar a sinalização que eleva os níveis de GluA1 nas sinapses centrais do núcleo accumbens.

  

Figura 7

O Treinamento com Sacarina Induz um Aumento no GluA1 Sináptico Semelhante ao Treinamento com Sacarose.

Agradecemos aos membros do Laboratório Ziff, antigos e presentes, pela assistência técnica e discussões úteis, incluindo H. Girma, L. Lee e Drs. B. Fernholz, B. Jordan, W. Lu, G. Rameau, S. Restituito & Y. Serulle. Este trabalho foi apoiado pelo National Institute of Mental Health Predoctoral Fellowship F31MH76617-01 e NIH Training Grant 5T32DC000063 para o New York University Training Program in the Neurosciences (DST), R01NS061920 do National Institute of Neurological Disorders and Stroke (EBZ), 1R21MH091445- 01 do National Institute of Mental Health and Office of Research on Women's Health, Klarman Family Foundation Grants Program in Eating Disorders Research, NYU's Research Challenge Fund e P30EY13079 (CA), National Institute on Drug Abuse concede DA003956 e um Independent Investigator Award do NARSAD (KDC), Instituto Nacional de Surdez e outros Distúrbios de Comunicação concede DC009635 para RCF, e por uma concessão inicial no Centro de Excelência em Vício do Centro Médico Langone da Universidade de Nova York.

Conflito de interesse: Os autores declaram não haver interesses financeiros concorrentes.

1. Avena NM, Rada P, Hoebel BG. Evidência para o vício em açúcar: efeitos comportamentais e neuroquímicos da ingestão excessiva e intermitente de açúcar. Neurosci Biobehav Rev. 2008; 32: 20-39. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
2. Basar K, Sesia T, Groenewegen H, Steinbusch HW, Visser-Vandewalle V, Temel Y. Nucleus accumbens e impulsividade. Prog Neurobiol. 2010; 92: 533 – 557. [PubMed]
3. Berridge KC. "Gostar" e "querer" recompensas alimentares: substratos cerebrais e papéis nos transtornos alimentares. Fisiologia e comportamento. 2009; 97: 537–550. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
4. Boehm J, Kang MG, RC Johnson, Esteban J, Huganir RL, Malinow R. A incorporação sináptica dos receptores AMPA durante a LTP é controlada por um sítio de fosforilação PKC em GluR1. Neurônio 2006; 51: 213 – 225. [PubMed]
5. Boudreau AC, Reimers JM, M Milovanovic, Wolf ME. Os receptores AMPA da superfície celular no núcleo accumbens do rato aumentam durante a retirada da cocaína, mas internalizam após o desafio com a cocaína, em associação com a ativação alterada das proteínas quinases ativadas por mitógeno. J Neurosci. 2007; 27: 10621 – 10635. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
6. Brebner K, TP Wong, Liu L, Y Liu, Campsall P, Gray S, L Phelps, Phillips AG, Wang YT. Núcleo accumbens depressão a longo prazo ea expressão de sensibilização comportamental. Ciência. 2005; 310: 1340 – 1343. [PubMed]
7. Cacciapaglia F, MP Saddoris, Wightman RM, Carelli RM. A dinâmica diferencial de liberação de dopamina no núcleo nucleus accumbens e na casca rastreiam aspectos distintos do comportamento direcionado a objetivos para a sacarose. Neurofarmacologia 2012 [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
8. Calabresi P, Maj R, Pisani A, Mercuri NB, Bernardi G. Depressão sináptica de longo prazo no estriado: caracterização fisiológica e farmacológica. J Neurosci. 1992; 12: 4224 – 4233. [PubMed]
9. Carr KD, Chau LS, Cabeza de Vaca S, Gustafson K, Stouffer M, Tukey DS, Restituito S, Ziff EB. A subunidade do receptor de AMPA GluR1 a jusante da estimulação do receptor D-1 de dopamina na concha do núcleo accumbens medeia o aumento da magnitude da recompensa da droga em ratos com restrição alimentar. Neurociência. 2010; 165: 1074 – 1086. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
10. Conrad KL, Tseng KY, Uejima JL, Reimers JM, Heng LJ, Shaham Y, Marinelli M, Wolf ME. Formação de accumbens Os receptores de AMPA sem GluR2 são mediadores da incubação do desejo de cocaína. Natureza. 2008; 454: 118 – 121. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
11. Dia JJ, Carelli RM. O núcleo accumbens e Pavlovian recompensam a aprendizagem. Neuro cientista. 2007; 13: 148 – 159. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
12. de Araujo IE, Oliveira-Maia AJ, Sotnikova TD, Gainetdinov RR, Caron MG, Nicolelis MA, Simon SA. Recompensa alimentar na ausência de sinalização do receptor gustativo. Neurônio 2008; 57: 930 – 941. [PubMed]
13. Ehlers MD, Heine M, Grupo L, Lee MC, Choquet D. Captura difusora de receptores GluR1 AMPA por atividade sináptica específica de entrada. Neurônio 2007; 54: 447 – 460. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
14. Esteban JA, Shi SH, Wilson C, Nuriya M, Huganir RL, Malinow R. PKA fosforilação de subunidades do receptor AMPA controla tráfico sináptica subjacente plasticidade. Nat Neurosci. 2003; 6: 136 – 143. [PubMed]
15. Gerfen CR, Surmeier DJ. Modulação de sistemas de projeção estriatal por dopamina. Revisão anual da neurociência. 2011; 34: 441 – 466. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
16. Grueter BA, Brasnjo G, Malenka RC. Pós-sináptico TRPV1 desencadeia depressão de longo prazo específica do tipo celular no nucleus accumbens. Neurociência da natureza. 2010; 13: 1519 – 1525. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
17. Ele K, Canção L, Cummings LW, Goldman J, Huganir RL, Lee HK. Estabilização de receptores AMPA permeáveis ​​a Ca2 + em sítios perisinápticos pela fosforilação de GluR1-S845. Proc Natl Acad Sci EUA A. 2009; 106: 20033-20038. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
18. Hu FB, Malik VS. Bebidas adoçadas com açúcar e risco de obesidade e diabetes tipo 2: evidências epidemiológicas. Fisiologia e comportamento. 2010; 100: 47–54. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
19. Isaac JT, Ashby MC, McBain CJ. O papel da subunidade GluR2 na função do receptor AMPA e plasticidade sináptica. Neurônio 2007; 54: 859 – 871. [PubMed]
20. Jordânia BA, Fernholz BD, M Boussac, Xu C, Grigorean G, Ziff EB, Neubert TA. Identificação e verificação de novas proteínas de densidade pós-sinápticas de roedores. Proteômica de Células Mol. 2004; 3: 857 – 871. [PubMed]
21. Kalivas PW, Pierce RC, J Cornish, Sorg BA. Um papel para a sensibilização no desejo e recaída na dependência de cocaína. J Pharmacol. 1998; 12: 49 – 53. [PubMed]
22. Kitagawa M, Y de Kusakabe, Miura H, Ninomiya Y, Hino A. Identificação genética molecular de um gene do receptor candidato para o gosto doce. comunicações de pesquisa bioquímicos e biofísicos. 2001; 283: 236 – 242. [PubMed]
23. Kourrich S, Rothwell PE, Klug JR, Thomas MJ. A experiência da cocaína controla a plasticidade sináptica bidirecional no núcleo accumbens. J Neurosci. 2007; 27: 7921 – 7928. [PubMed]
24. Kravitz AV, Congelar BS, Parker PR, Kay K, MT Thwin, Deisseroth K, Kreitzer AC. Regulação dos comportamentos motores parkinsonianos pelo controle optogenético dos circuitos dos gânglios da base. Natureza. 2010; 466: 622 – 626. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
25. LaPlant Q, Vialou V, Covington HE, 3rd, D Dumitriu, Feng J, Warren BL, Labirinto I, Dietz DM, Watts EL, Iniguez SD, et al. Dnmt3a regula o comportamento emocional e a plasticidade da coluna no núcleo accumbens. Nat Neurosci. 2010; 13: 1137 – 1143. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
26. Liu SJ, Zukin RS. Receptores de AMPA permeáveis ​​ao Ca2 + na plasticidade sináptica e morte neuronal. Tendências em neurociências. 2007; 30: 126 – 134. [PubMed]
27. Lu W, Isozaki K, Roche KW, Nicoll RA. O direcionamento sináptico dos receptores AMPA é regulado por um sítio CaMKII na primeira alça intracelular de GluA1. Proc Natl Acad Sci EUA A. 2010; 107: 22266-22271. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
28. Lu W, Roche KW. Regulação pós-tradução do tráfico e função dos receptores AMPA. Opinião atual em neurobiologia 2011 [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
29. Luscher C, Malenka RC. Plasticidade sináptica evocada por drogas na dependência: das mudanças moleculares à remodelação do circuito. Neurônio 2011; 69: 650 – 663. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
30. Makino H, Malinow R. Incorporação do receptor AMPA nas sinapses durante a LTP: o papel do movimento lateral e exocitose. Neurônio 2009; 64: 381 – 390. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
31. Mameli M, Halbout B, C Creton, Engblom D, Parkitna Jr, Spanagel R, Luscher C. Plasticidade sináptica evocada por cocaína: a persistência na VTA desencadeia adaptações no NAc. Nat Neurosci. 2009; 12: 1036 – 1041. [PubMed]
32. Masuda K, Koizumi A, K Nakajima, T Tanaka, K K, Misaka T, Ishiguro M. Caracterizao dos modos de ligao entre o receptor de sabor doce humano e compostos doces de baixo peso molecular. PloS um. 2012; 7: e35380. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
33. Matthews K, Wilkinson LS, Robbins TW. Repetida separação materna de ratos preweanling atenua respostas comportamentais aos incentivos primários e condicionados na idade adulta. Physiol Behav. 1996; 59: 99 – 107. [PubMed]
34. Max M, Shanker YG, Huang L, M de Rong, Liu Z, F de Campagne, Weinstein H, Damak S, Margolskee RF. O Tas1r3, que codifica um novo receptor de sabor candidato, é alélico para o locus Sac de responsividade doce. Genética da natureza. 2001; 28: 58 – 63. [PubMed]
35. McCutcheon JE, Beeler JA, Roitman MF. Sugestões preditivas de sacarose evocam maior liberação de dopamina fásica do que as dicas preditivas de sacarina. Sinapse. 2012; 66: 346 – 351. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
36. McCutcheon JE, Wang X, Tseng KY, Wolf ME, Marinelli M. Receptores de AMPA permeáveis ​​ao cálcio estão presentes nas sinapses do núcleo accumbens após retirada prolongada da auto-administração de cocaína, mas não de cocaína administrada por experimentador. The Journal of Neuroscience: o jornal oficial da Society for Neuroscience. 2011a; 31: 5737 – 5743. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
37. McCutcheon JE, Loweth JA, KA Ford, Marinelli M, Lobo ME, Tseng KY. A ativação do mGluR do grupo I reverte a acumulação induzida por cocaína de receptores AMPA permeáveis ​​ao cálcio nas sinapses do nucleus accumbens através de um mecanismo dependente da proteína cinase C. J Neurosci. 2011b; 31: 14536 – 14541. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
38. Nedelescu H, Kelso CM, Lazaro-Munoz G, P Purpura, Cain CK, Ledoux JE, Aoki C. Os receptores AMPA endógenos contendo GluR1 translocam para sinapses assimétricas na amígdala lateral durante a fase inicial da formação da memória do medo: uma imunocitoquímica microscópica eletrônica estude. O Jornal da Neurologia Comparativa. 2010; 518: 4723 – 4739. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
39. Nelson G, MA de Hoon, Chandrashekar J, Zhang Y, Ryba NJ, Zuker CS. Receptores de sabor doce de mamíferos. Célula. 2001; 106: 381 – 390. [PubMed]
40. Oh MC, Derkach VA, Guire ES, Soderling TR. O tráfego de membrana extra-sináptica regulado pela GluR1 serina A fosforilação da 845 prepara os receptores AMPA para potenciação a longo prazo. J Biol Chem. 2006; 281: 752 – 758. [PubMed]
41. Pascoli V, Turiault M, Luscher C. A reversão da potenciação sináptica evocada por cocaína redefine o comportamento adaptativo induzido por drogas. Natureza. 2012; 481: 71 – 75. [PubMed]
42. Planta K, KA Pelkey, Bortolotto ZA, Morita D, Terashima A, McBain CJ, Collingridge GL, Isaac JT. Incorporação transitória de receptores nativos de AMPA sem GluR2 durante a potenciação de longo prazo do hipocampo. Nat Neurosci. 2006; 9: 602 – 604. [PubMed]
43. Rada P, Avena NM, Hoebel BG. A ingestão compulsiva diária de açúcar libera repetidamente dopamina na concha de accumbens. Neurociência. 2005; 134: 737 – 744. [PubMed]
44. Roche KW, O'Brien RJ, Mammen AL, Bernhardt J, Huganir RL. Caracterização de múltiplos locais de fosforilação na subunidade GluR1 do receptor AMPA. Neurônio 1996; 16: 1179 – 1188. [PubMed]
45. Rumpel S, LeDoux J, Zador A, Malinow R. Tráfico de receptor pós-sináptico subjacente a uma forma de aprendizagem associativa. Ciência. 2005; 308: 83 – 88. [PubMed]
46. Sainz E, Korley JN, Battey JF, Sullivan SL. Identificação de um novo membro da família T1R de receptores gustativos putativos. Jornal de neuroquímica. 2001; 77: 896 – 903. [PubMed]
47. Serule Y, Zhang S, Ninan I, Puzzo D, M McCarthy, Khatri L, O de Arancio, Ziff EB. Uma interação GluR1-cGKII regula o tráfego do receptor AMPA. Neurônio 2007; 56: 670 – 688. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
48. Sesack SR, Grace AA. Rede de recompensas Gânglio-Basal-Basal: microcircuitos. Neuropsicofarmacologia: publicação oficial do American College of Neuropsychopharmacology. 2010; 35: 27 – 47. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
49. Smith GP. A dopamina Accumbens medeia o efeito recompensador da estimulação orosensorial pela sacarose. Apetite. 2004; 43: 11 – 13. [PubMed]
50. Smith WB, Starck SR, Roberts RW e Schuman EM. A estimulação dopaminérgica da síntese proteica local aumenta a expressão da superfície de GluR1 e a transmissão sináptica nos neurónios do hipocampo. Neurônio 2005; 45: 765 – 779. [PubMed]
51. Sun X, M Milovanovic, Zhao Y, Wolf ME. A estimulação aguda e crônica do receptor de dopamina modula o tráfego do receptor AMPA em neurônios do núcleo accumbens, co-cultivados com neurônios do córtex pré-frontal. The Journal of Neuroscience: o jornal oficial da Society for Neuroscience. 2008; 28: 4216 – 4230. [Artigo gratuito do PMC] [PubMed]
52. Sun X, Zhao Y, Wolf ME. A estimulação do receptor de dopamina modula a inserção sináptica do receptor de AMPA nos neurônios do córtex pré-frontal. J Neurosci. 2005; 25: 7342 – 7351. [PubMed]
53. Thomas MJ, Beurrier C, Bonci A, Malenka RC. Depressão a longo prazo no nucleus accumbens: um correlato neural da sensibilização comportamental à cocaína. Nat Neurosci. 2001; 4: 1217 – 1223. [PubMed]
54. MA inculpável, Whistler JL, Malenka RC, Bonci A. Única exposição de cocaína in vivo induz a potenciação a longo prazo em neurônios de dopamina. Natureza. 2001; 411: 583 – 587. [PubMed]
55. Whitlock Jr., Heynen AJ, Shuler MG, Bear MF. Aprendizagem induz a potenciação de longo prazo no hipocampo. Ciência. 2006; 313: 1093 – 1097. [PubMed]